在分子生物学和细胞工程实验中，将外源核酸导入细胞是最基础也是最常用的操作之一。根据受体细胞类型和遗传学结果不同，这一过程通常被称为“转染（transfection）”或“转化（transformation）”。二者在对象、机制和应用上既相关又有明显区别。

基本概念对比

1.转染（Transfection）

转染主要指在真核细胞（如哺乳动物细胞、昆虫细胞、部分酵母等）中，将外源DNA或RNA通过化学、物理或载体介导的方式导入细胞，使细胞获得新的表型或改变既有表型的过程。转染广泛用于基因功能与调控元件分析、蛋白表达与信号通路研究、基因治疗和疫苗研究模型的构建，以及药物筛选和毒理评价等。

图1.转染原理图

根据外源核酸在细胞内的存在时间和是否整合入基因组，转染可分为：

1）瞬时转染（Transient transfection）：外源核酸不整合到宿主染色体中，多以多拷贝形式短时间存在，表达水平高，但持续时间一般为24–72小时。常结合荧光蛋白、报告酶等报告系统，用于启动子/增强子、信号通路等的快速分析。

2）稳定转染（Stable transfection）：外源DNA整合入宿主基因组，或以游离体（episome）形式稳定存在。由于整合事件发生率较低，常需配合抗生素抗性基因等选择标记进行长期筛选，获得可长期传代、稳定表达外源基因的细胞株，用于持续蛋白表达、稳定基因敲入模型和长期药物筛选等研究。

2.转化（Transformation）

转化最早在细菌中被发现，也可用于酵母等微生物系统，是指细胞摄取外源DNA后发生可遗传的基因型改变的过程。1928年，Griffith在肺炎双球菌中首次观察到转化现象；1944年，Avery等人通过实验证实DNA是引起转化的物质，从而奠定了DNA为遗传物质的理论基础。

图2.转化原理图

         在转化过程中，供体DNA通常经历三个关键步骤：首先吸附在受体细胞表面，其次被细胞摄入，最后与受体染色体发生重组或整合，最终使受体细胞获得新的遗传性状。在现代分子克隆实验中，“转化”一词通常特指数将质粒DNA导入感受态细菌（如大肠杆菌）的过程，用于质粒扩增和克隆构建，是分子生物学操作中的基础步骤之一。

适用对象与生物学背景

常用方法概览

1.真核细胞转染方法

真核细胞转染大致可分为化学法和物理法两类。化学法中，DEAE-葡聚糖和磷酸钙共沉淀属于较早期的经典方法，成本低，适合常规实验，其中磷酸钙可用于瞬时和稳定转染，但对pH等条件较敏感；目前应用最广的是各类阳离子脂质体或阳离子聚合物，它们与DNA/RNA形成纳米复合物，通过内吞进入细胞，适用细胞范围广，效率较高。物理法主要包括电穿孔、细胞挤压和声孔效应等，通过短暂增加细胞膜通透性将核酸“硬送”进细胞，适合悬浮细胞、难转染细胞或对化学试剂较敏感的细胞，一般用于条件要求较高或传统化学方法效果不佳的场景。

2.微生物转化方法

微生物尤其是大肠杆菌的转化，最常见的是化学感受态结合热休克的方法，通过低温盐溶液处理使细胞形成感受态，再在短暂升温过程中促使质粒DNA穿膜进入，操作简单、成本低，是日常克隆和质粒扩增的标准方法；当需要更高转化效率、处理大质粒或难转化菌株时，则常采用电转化，通过高压短脉冲瞬时打开细胞膜实现DNA进入。对于酵母等真核微生物，可采用化学法或电转化实现DNA导入，并常结合同源重组进行基因编辑；少数天然具有感受态的细菌在特定条件下还能发生自然活化和自然转化，多见于基础遗传学研究，而在常规分子克隆中相对较少使用。

应用角度的选择：什么时候用“转化”，什么时候用“转染”？

材料与技术发展简述

         近年来，阳离子聚合物和纳米材料在转染领域发展迅速。树枝状聚合物（dendrimers）和聚乙烯亚胺（PEI）是常用的高分子转染载体，其中PEI具有较高的阳离子电荷密度和“质子海绵”效应，能够有效与核酸结合并促进其从内体中释放。通过分子结构设计和改性，可以在转染效率和细胞毒性之间取得更好的平衡。

基于纳米技术的转染试剂通常在分子内引入多个可质子化的氨基或其他阳离子基团，在生理pH下带正电，与DNA结合形成体积较小、分散性良好的核酸复合颗粒。这类复合物不仅能保护DNA免受核酸酶降解，还能通过内吞–内体释放等途径将核酸递送至细胞内，部分最终进入细胞核实现转录与表达。

总体来看，基因转化和转染技术已从早期的简单化学方法发展到多样化的化学、物理及纳米材料载体体系，可分别满足微生物克隆构建和真核细胞基因操作的不同需求。合理区分并选择“转化”与“转染”，有助于更加高效、准确地完成从载体构建到功能验证的完整实验流程。

常用试剂

1.转染

2.转化

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