糖尿病动物造模应围绕研究目的建立对应病理状态：1型糖尿病重点模拟胰岛β细胞破坏和胰岛素缺乏，2型糖尿病重点模拟肥胖、胰岛素抵抗和β细胞代偿衰竭。造模评价不能只看单次血糖升高，还需结合糖耐量、胰岛素敏感性、胰岛功能和靶器官损伤判断模型是否稳定。

        关键词：糖尿病动物造模；STZ诱导模型；四氧嘧啶模型；高脂饮食模型；HFD+STZ模型；NOD小鼠；db/db小鼠；ZDF大鼠

1 糖尿病动物造模前的设计原则

1.1 明确造模类型

        糖尿病动物模型应先按研究目的选择，而不是直接套用某一种固定模型。如果研究自身免疫性1型糖尿病，应选择NOD小鼠、BB大鼠、LEW-IDDM大鼠等自发性模型；如果研究快速高血糖和β细胞损伤，可选择STZ或四氧嘧啶诱导模型；如果研究肥胖、胰岛素抵抗和2型糖尿病进展，应选择高脂饮食、HFD+STZ、db/db小鼠、ob/ob小鼠、ZDF大鼠或KK-Ay小鼠等模型。

1.2 明确造模终点

        糖尿病造模终点不能只设为“血糖升高”。1型糖尿病模型应重点观察胰岛素下降、β细胞面积减少、胰岛炎或β细胞坏死；2型糖尿病模型应重点观察体重增加、糖耐量受损、胰岛素抵抗、高胰岛素血症或后期胰岛素分泌不足。若研究糖尿病肾病、神经病变、视网膜病变或心血管并发症，还需要延长建模周期并检测靶器官病理改变。

1.3 统一动物和操作条件

        造模前应统一动物品系、性别、周龄、体重范围、饲养环境、饲料批次、禁食时间、给药途径和采血时间。STZ、四氧嘧啶和高脂饮食模型对动物状态非常敏感，动物周龄过小、体重差异过大、禁食时间不一致或给药操作不稳定，都会造成成模率和死亡率波动。

表1糖尿病动物造模路线选择

2 1型糖尿病动物造模方法

2.1 STZ诱导糖尿病模型

（1）造模原理

        链脲佐菌素（streptozotocin，STZ）可通过GLUT2转运体进入胰岛β细胞，引起DNA烷基化、PARP激活、NAD⁺消耗、ATP下降和β细胞死亡。由于β细胞损伤后胰岛素分泌下降，动物会出现持续高血糖，因此STZ常用于建立1型糖尿病样高血糖模型，也可与高脂饮食联合用于2型糖尿病复合模型。

（2）造模流程

        STZ造模通常包括动物适应、短时禁食、STZ新鲜配制、腹腔或静脉给药、急性期观察、血糖筛选和连续复测。实验动物一般先适应性饲养约1周，造模前统一禁食但不禁水。STZ常用0.05mol/L柠檬酸缓冲液（pH4.5）临用前配制，需避光、低温并尽快完成注射。

        大鼠建立1型糖尿病样模型时，STZ单次常用剂量为40–65mg/kg，可采用腹腔注射或尾静脉注射；小鼠单次常用剂量为100–200mg/kg，也可采用腹腔注射或静脉注射。多次低剂量方案可降低急性毒性，并在一定程度上模拟较缓慢的β细胞损伤过程。具体剂量应根据动物品系、周龄、性别、体重和实验目的进行预实验优化。

（3）成模判定

        STZ给药后通常在3–7天开始检测血糖，并连续复测确认高血糖是否稳定。常用成模表现包括随机血糖或空腹血糖持续升高、饮水量增加、尿量增加、体重下降、胰岛素水平降低和胰岛β细胞面积减少。若仅出现一次血糖升高，不能直接判定造模成功，应至少连续监测2–3次，并结合胰岛素和胰岛病理判断。

（4）适用场景

        STZ单次高剂量模型适合快速建立胰岛素缺乏型高血糖，用于降糖药物初筛、胰岛保护剂评价、氧化应激干预和糖尿病并发症研究。多次低剂量STZ可用于较温和的β细胞损伤模型。HFD+低剂量STZ则更适合建立2型糖尿病样模型。

（5）注意事项

        STZ稳定性差，配制后放置时间过长会降低诱导效果。STZ还可能产生肝肾毒性，尤其在高剂量或动物状态较差时更明显。造模后动物可能出现脱水、体重下降和短期死亡风险，应设置人道终点并按动物伦理要求监测。药物干预实验中需要区分高血糖损伤、STZ直接毒性和药物保护作用。

2.2 四氧嘧啶诱导糖尿病模型

（1）造模原理

        四氧嘧啶（alloxan，ALX）可被胰岛β细胞快速摄取，并在细胞内发生氧化还原循环，产生超氧阴离子、过氧化氢和羟基自由基，导致β细胞DNA断裂和细胞死亡。由于β细胞抗氧化防御能力较弱，对ALX诱导的自由基损伤敏感，因此ALX可用于建立β细胞氧化损伤性糖尿病模型。

（2）造模流程

        ALX一般临用前配制成1%–3%溶液，配制后应尽快给药。造模前动物通常需要统一禁食但不禁水，以减少血糖基础差异。给药后应密切观察动物状态，并在给药后数天内检测血糖。由于ALX可引起β细胞急性损伤，部分动物早期可能出现血糖剧烈波动，需加强监测。

        大鼠腹腔注射常用剂量为150–200mg/kg，静脉注射常用剂量为40–60mg/kg；小鼠腹腔注射常用剂量约200mg/kg，静脉注射常用剂量约85–100mg/kg。不同品系动物对ALX敏感性差异较大，正式实验前应通过预实验确定剂量窗口。

（3）成模判定

        ALX造模后可在3–7天内检测血糖，并连续监测确认高血糖稳定性。成模动物通常表现为血糖持续升高、饮水和尿量增加、体重下降、胰岛β细胞损伤和胰岛素分泌下降。若死亡率过高或血糖波动过大，说明剂量、动物状态或操作条件需要调整。

（4）适用场景

        ALX模型适合研究β细胞氧化损伤、高血糖诱导和抗氧化干预。由于ALX稳定性差、模型波动较大，目前许多实验更常选择STZ作为化学诱导糖尿病模型。若研究重点是自由基介导的β细胞损伤，ALX仍具有一定价值。

表2化学诱导糖尿病造模比较

2.3 NOD小鼠自发性1型糖尿病造模

（1）造模方式

        NOD小鼠不需要外源药物诱导，其造模本质是选择合适周龄动物并持续监测自发发病过程。NOD小鼠通常在3–4周龄出现胰岛炎，明显糖尿病多在10–14周后出现，可持续发展至约30周。雌鼠发病率通常高于雄鼠，因此实验中常优先选择雌性NOD小鼠，或根据研究目的分别分析雌雄动物。

（2）操作流程

        NOD模型建立时，应从规定周龄开始定期检测体重、尿糖和血糖。早期可在胰岛炎阶段取胰腺组织观察免疫细胞浸润；发病阶段根据连续血糖升高筛选糖尿病动物；干预研究可在胰岛炎早期、血糖升高前期或明确糖尿病后设置不同给药时间窗。

（3）成模判定

        NOD小鼠成模不能只看血糖，还应结合胰岛炎评分、β细胞面积、胰岛素染色、T细胞浸润和自身免疫相关指标。若研究免疫预防，应重点观察糖尿病发生率、发病时间延迟和胰岛炎程度；若研究治疗干预，则需观察血糖稳定性、残余β细胞功能和免疫细胞表型变化。

（4）注意事项

        NOD小鼠发病率受饲养环境、微生物状态、屏障条件、饲料、性别和动物来源影响明显。同一实验应尽量使用同一来源、同一屏障环境和同一批次动物，避免因环境差异造成发病率偏差。

2.4 BB大鼠和LEW-IDDM大鼠自发模型

        BB大鼠和LEW-IDDM大鼠均属于自发性胰岛素依赖性糖尿病模型，不需要化学诱导。BB大鼠常在8–16周龄出现糖尿病，表型较重，通常需要胰岛素支持才能长期生存；LEW-IDDM大鼠常在8–9周龄出现糖尿病，发病率约60%，雌雄发病率相近，糖尿病发生后生存状态相对较好。

        这类模型的造模重点是按周龄连续监测血糖和体重，并在发病前后进行胰岛组织学和免疫学分析。BB大鼠适合研究胰岛素依赖性糖尿病和免疫机制，但长期研究需考虑胰岛素维持治疗对实验终点的影响；LEW-IDDM大鼠更适合T1D机制和部分并发症观察。

2.5 Akita小鼠遗传性糖尿病模型

（1）造模方式

        Akita小鼠由INS2基因突变引起胰岛素原错误折叠，导致β细胞内质网应激、胰岛素分泌不足和高血糖。该模型不需要外源诱导，通常通过购买或繁殖获得目标基因型动物，再按周龄筛选血糖和表型。

（2）监测流程

        Akita杂合小鼠通常从3–4周龄开始出现高血糖，可定期检测体重、饮水量、尿量、空腹血糖、随机血糖和胰岛素水平。若研究糖尿病并发症，可延长观察至数月，并检测肾脏、视网膜、神经或心血管组织病理。

（3）适用场景

        Akita小鼠适合研究β细胞内质网应激、胰岛素原加工异常、胰岛β细胞功能衰竭和长期高血糖损伤。但它不是自身免疫性1型糖尿病模型，不能替代NOD小鼠用于T细胞介导胰岛炎研究。

3 2型糖尿病动物造模方法

3.1 高脂饮食诱导模型

（1）造模原理

        高脂饮食（high-fat diet，HFD）通过长期营养过剩诱导肥胖、脂肪组织扩张、慢性低度炎症、胰岛素抵抗、糖耐量受损和胰岛β细胞代偿。该模型更接近生活方式相关2型糖尿病的早期病程，适合研究肥胖、胰岛素抵抗、脂肪组织炎症、肠道菌群和代谢综合征。

（2）造模流程

        HFD造模通常选择代谢敏感的小鼠或大鼠，适应性饲养后按组分配为普通饲料组和高脂饲料组。常用高脂饲料脂肪供能比为45%–60%，其中60%脂肪供能比更容易诱导肥胖和胰岛素抵抗。造模期间每周记录体重、摄食量和一般状态，并按时间点检测空腹血糖、随机血糖、OGTT、ITT和胰岛素水平。

        一般情况下，高脂饮食1–2周即可出现糖代谢改变趋势，2–4周体重增加更明显，8–12周可观察到较稳定的糖耐量受损和胰岛素抵抗，16–20周肥胖和代谢异常更明显。具体周期取决于动物品系、饲料脂肪比例和研究终点。

（3）成模判定

        HFD模型成模不应只看高血糖。成功的HFD模型通常表现为体重增加、脂肪重量增加、糖耐量受损、胰岛素耐量异常、高胰岛素血症、脂代谢异常和脂肪组织炎症。部分动物血糖升高并不明显，但仍可形成典型胰岛素抵抗模型。

（4）注意事项

        HFD模型周期较长，受饲料配方、脂肪来源、动物品系、性别、周龄和饲养环境影响明显。若研究目标要求稳定高血糖，单纯HFD可能不足，可考虑延长周期或联合低剂量STZ。

3.2 HFD+低剂量STZ复合模型

（1）造模原理

        HFD+低剂量STZ模型先用高脂饮食诱导肥胖和胰岛素抵抗，再用低剂量STZ造成β细胞部分损伤，使动物由代偿性高胰岛素状态转为持续高血糖状态。该模型能够同时模拟2型糖尿病中的胰岛素抵抗和β细胞功能不足，是实验中常用的T2D复合诱导模型。

（2）造模流程

        常用流程为动物适应后先给予HFD喂养4–8周，使其出现体重增加、糖耐量受损或胰岛素抵抗；随后给予低剂量STZ腹腔注射或静脉注射，造成β细胞部分损伤；给药后3–7天开始检测血糖，并连续复测确认高血糖是否稳定。后续继续维持HFD喂养，并根据研究需要观察4–12周或更长时间。

        低剂量STZ的原则是“部分损伤β细胞”，不是完全破坏β细胞。小鼠常见方案可采用低剂量连续多次或单次低剂量诱导，大鼠也可采用低剂量STZ配合高脂饮食。具体剂量应通过预实验确定，以同时获得较高成模率和较低死亡率。

（3）成模判定

        HFD+STZ模型成模应同时满足胰岛素抵抗和持续高血糖两个条件。可观察体重、空腹血糖、随机血糖、OGTT、ITT、空腹胰岛素、血脂、胰岛组织学和β细胞面积。如果动物出现严重消瘦、胰岛素极低、β细胞大面积破坏，则说明STZ剂量过高，模型更偏向T1D样损伤。

（4）适用场景

        HFD+STZ模型适合T2D降糖药物评价、胰岛素增敏剂研究、β细胞保护研究、代谢炎症研究和糖尿病并发症研究。该模型比单纯HFD更容易获得稳定高血糖，但比单基因模型更依赖操作参数。

表3 HFD与HFD+STZ造模比较

3.3 ob/ob小鼠造模

        ob/ob小鼠由瘦素基因缺陷导致瘦素缺乏，动物出现摄食增加、肥胖、高胰岛素血症和胰岛素抵抗。该模型不需要人工诱导，造模方式主要是选择目标基因型动物，并在合适周龄开始监测体重、血糖、胰岛素、血脂和糖耐量。

        ob/ob小鼠通常适合肥胖、瘦素缺乏、胰岛素抵抗、脂肪组织炎症和代谢综合征研究。其实验重点是控制动物周龄和体重差异，并根据研究终点选择早期肥胖阶段或明显代谢异常阶段。由于其病因是单基因瘦素缺乏，与多数人类T2D不同，结果解释时应强调模型机制边界。

3.4 db/db小鼠造模

        db/db小鼠由瘦素受体基因突变导致瘦素信号障碍，表现为暴饮暴食、肥胖、胰岛素抵抗、高胰岛素血症和高血糖。该模型不需要外源诱导，通常选择特定背景品系和周龄动物直接开展实验。

        造模时需按周龄动态监测体重、血糖、尿糖、胰岛素、OGTT、ITT和肾脏指标。常用C57BLKS/J背景db/db小鼠高血糖更明显，并可出现β细胞功能下降和糖尿病肾病样改变。db/db小鼠适合T2D药效评价、糖尿病肾病、肥胖性炎症和胰岛素抵抗研究。

3.5 ZDF大鼠造模

        ZDF大鼠是在瘦素受体突变背景上形成的肥胖性2型糖尿病模型。雄性ZDF大鼠通常在8–10周龄左右出现明显糖尿病，表现为胰岛素抵抗、早期高胰岛素血症和后期β细胞功能下降。雌性ZDF大鼠较少发展为稳定糖尿病，因此建立糖尿病模型时通常优先选择雄性动物。

        ZDF大鼠造模重点是选择合适周龄雄性动物，动态检测体重、血糖、血脂、胰岛素、OGTT和ITT。该模型适合研究T2D进展、β细胞代偿衰竭、胰岛素抵抗和糖尿病并发症。

3.6 KK-Ay小鼠造模

        KK-Ay小鼠是在KK小鼠背景上引入Ay突变形成的肥胖性糖尿病模型。动物可出现摄食增加、肥胖、高胰岛素血症、高血糖和胰岛素抵抗，雄性表型通常更明显。

        KK-Ay小鼠不需要化学诱导，造模方式为选择目标品系和合适周龄动物，按时间点监测体重、血糖、血脂、OGTT、ITT和胰岛素水平。该模型适合肥胖性2型糖尿病、代谢综合征、胰岛素抵抗和降糖药物评价。

3.7 OLETF大鼠造模

        OLETF大鼠属于自发性2型糖尿病大鼠模型，表现为轻度肥胖、晚发性高血糖和胰岛结构进行性改变。其糖尿病通常在18周龄以后逐渐明显，病程较长，适合模拟慢性T2D进展。

        OLETF模型不需要人工诱导，关键是按周龄长期随访。实验中应定期检测血糖、体重、血脂、OGTT、ITT、胰岛素和肾功能指标，并在不同病程阶段观察胰岛病理。该模型适合研究T2D自然病程、β细胞代偿与衰竭、糖尿病肾病和慢性代谢损伤。

3.8 NZO小鼠造模

        NZO小鼠是多基因肥胖模型，可出现高瘦素血症、瘦素抵抗、肥胖、糖耐量受损和部分雄鼠糖尿病。该模型不需要外源诱导，但个体差异较大，因此造模时应设置明确入组标准，例如体重、空腹血糖、OGTT结果或胰岛素水平。

        NZO小鼠适合多基因肥胖、瘦素抵抗、胰岛素抵抗和β细胞代偿失败研究。由于糖尿病发生率并非100%，实验前需要预留足够动物数量，并在正式分组前进行代谢表型筛选。

表4常用2型糖尿病模型的造模方式

4 造模成功后的评价指标

4.1 血糖检测

        空腹血糖和随机血糖是糖尿病造模最基础的检测指标。STZ和ALX模型通常在给药后3–7天开始检测血糖；HFD模型应按周定期检测；遗传模型应根据周龄动态检测。常见做法是连续多次血糖超过实验设定阈值后判定成模，而不是依赖单次血糖结果。

4.2 糖耐量实验

        OGTT、IPGTT或IVGTT用于评价葡萄糖清除能力。2型糖尿病模型尤其需要糖耐量实验，因为部分动物空腹血糖可能尚未明显升高，但葡萄糖负荷后血糖下降延迟，提示糖代谢调节已经异常。

4.3 胰岛素耐量实验

        ITT用于评价胰岛素敏感性。HFD、db/db、ob/ob、ZDF、KK-Ay和HFD+STZ模型均应考虑检测ITT。若注射胰岛素后血糖下降幅度减弱，提示胰岛素抵抗形成。

4.4 胰岛素和C肽检测

        胰岛素和C肽有助于区分胰岛素缺乏与胰岛素抵抗。STZ或ALX高剂量模型通常表现为胰岛素下降；HFD早期常表现为高胰岛素血症；HFD+STZ和T2D后期可能出现高血糖合并胰岛素分泌不足。

4.5 胰岛病理

        胰岛组织学是判断造模机制的重要依据。T1D模型应重点观察胰岛β细胞面积、胰岛素染色强度、胰岛炎和β细胞破坏；T2D模型应观察胰岛增生、β细胞代偿、胰岛结构紊乱、β细胞凋亡和后期功能衰竭。

4.6 靶器官并发症

        并发症研究需根据终点选择检测指标。糖尿病肾病可检测尿白蛋白、尿肌酐比、血肌酐、肾小球肥大、系膜扩张和肾纤维化；糖尿病神经病变可检测神经传导速度、痛阈和髓鞘损伤；视网膜病变可检测血管通透性、炎症和视网膜结构变化。

表5糖尿病动物造模成功判定指标

5 糖尿病动物造模常见问题

5.1 STZ诱导后血糖不升高

        常见原因包括STZ失效、配制时间过长、pH不合适、给药剂量不足、给药失败、动物品系不敏感或禁食条件不一致。处理时应先检查STZ配制和给药流程，再根据预实验结果调整剂量和给药方式。

5.2 STZ诱导后死亡率高

        死亡率高通常与剂量过高、动物状态差、禁食过久、脱水严重、周龄过小或急性毒性过强有关。可通过降低剂量、采用多次低剂量方案、优化禁食时间、加强造模后观察和设置人道终点降低死亡率。

5.3 HFD模型高血糖不稳定

        HFD模型主要诱导胰岛素抵抗，早期β细胞可通过增加胰岛素分泌维持血糖，因此高血糖不一定明显。若研究目标是稳定高血糖，可延长HFD周期，或采用HFD+低剂量STZ复合模型。

5.4 HFD+STZ模型偏向1型糖尿病

        如果STZ剂量过高，β细胞严重破坏，动物会出现明显消瘦、低胰岛素和严重高血糖，此时模型更接近1型糖尿病样损伤。HFD+STZ造模的关键是低剂量STZ造成β细胞部分损伤，而不是完全破坏胰岛功能。

5.5 遗传模型需要造模吗？

        ob/ob、db/db、ZDF、KK-Ay、OLETF、NZO和Akita等遗传模型通常不需要外源诱导。它们的“造模”主要是选择合适品系、基因型、性别和周龄，并按时间进行代谢表型筛选。正式实验前仍需通过血糖、体重、OGTT、ITT和胰岛素水平确认模型状态。

5.6 并发症模型为什么不明显？

        并发症不明显通常是因为高血糖持续时间不足、模型本身不易发生目标器官损伤、动物死亡过早或终点指标选择不合适。并发症研究应优先选择长期稳定高血糖且已知可出现相应靶器官病变的模型，并设置足够观察周期。

6 不同研究目的下的造模选择

6.1 降糖药物筛选

        短期降糖药物筛选可选择STZ模型、HFD+STZ模型、db/db小鼠或ZDF大鼠。若药物机制是胰岛素增敏，应优先选择HFD、db/db、ZDF或HFD+STZ模型；若药物机制是β细胞保护，可选择STZ低剂量模型或HFD+STZ模型。

6.2 胰岛β细胞保护研究

        研究β细胞损伤可选择STZ、ALX、Akita小鼠或HFD+STZ模型。STZ和ALX适合化学性β细胞损伤，Akita小鼠适合内质网应激，HFD+STZ适合胰岛素抵抗背景下β细胞功能不足。

6.3 胰岛素抵抗研究

        研究胰岛素抵抗优先选择HFD模型、ob/ob小鼠、db/db小鼠、ZDF大鼠或KK-Ay小鼠。此类研究应重点检测ITT、胰岛素水平、脂肪组织炎症、肝脏胰岛素信号和骨骼肌葡萄糖摄取。

6.4 糖尿病肾病研究

        糖尿病肾病可选择db/db小鼠、Akita小鼠、OLETF大鼠或长期STZ模型。造模后应检测尿白蛋白、尿白蛋白/肌酐比、血肌酐、肾小球病理、系膜扩张和肾纤维化，而不是只看血糖。

6.5 糖尿病神经病变研究

        糖尿病神经病变通常需要较长高血糖持续时间。可选择长期STZ模型、db/db模型或其他慢性T2D模型，并检测神经传导速度、机械痛阈、热痛阈、坐骨神经病理和髓鞘损伤。

6.6 糖尿病视网膜病变研究

        视网膜病变建模周期较长，应选择能够长期维持高血糖的模型。除血糖外，应观察视网膜血管通透性、炎症反应、视网膜神经损伤和微血管结构改变。

表7糖尿病动物造模相关产品选型

        糖尿病动物造模的关键是让模型机制与研究终点一致。STZ、ALX、HFD、HFD+STZ及遗传模型各有适用边界，只有同时控制造模流程、成模标准和评价指标，实验结果才具有可解释性和可重复性。

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