动物疾病模型用于在可控条件下重现关键病理环节，使血压升高、肿瘤发生进展、器官毒性损伤、神经环路退变、代谢稳态紊乱与免疫炎症级联等表型能够被标准化诱导与验证。不同诱导剂通过各自靶点与组织易感性形成侧重不同的病理链条与读出窗口；在伦理与生物安全规范框架内，将动物背景、给药途径、剂量换算、时间窗与对照流程固定化，是获得可重复表型与可解释机制证据的关键前提。

        关键词：高血压造模；结直肠癌（CAC）造模；肝肿瘤造模；急性肾损伤（AKI）造模；帕金森病造模；阿尔兹海默症造模；糖尿病造模；高脂血症造模；高尿酸血症造模；免疫/炎症造模；诱导性基因调控模型

一、高血压造模：Ang II与L-NAME

1.1 高血压疾病概述

        高血压是一类以动脉血压持续升高为主要特征的慢性疾病状态，发病机制复杂，通常涉及肾素-血管紧张素-醛固酮系统（RAAS）活化、交感神经调控异常、肾脏钠水处理改变、血管内皮功能障碍，以及炎症与氧化应激相关通路等环节。

1.2 高血压动物模型概述

        高血压动物模型用于在可控条件下构建稳定的血压升高表型，以支持机制研究与干预效果评价。模型表型评估通常以血压动态监测为基础，并结合血管功能学、组织学与分子学读出对关键病理特征进行验证。实验设计应在建模前完成基线血压采集，固定检测时间段与操作者，并尽量降低抓取、环境噪音与温度波动等应激因素对血压读出的影响。

1.3 Angiotensin II（Ang II）诱导高血压模型

（1）模型定位

        Ang II模型以外源性血管紧张素Ⅱ持续刺激为基础，用于模拟RAAS效应端增强所致的升压表型。

（2）致病机制与表型表现

① 血管收缩与外周阻力升高：Ang II通过激活血管紧张素Ⅱ1型受体（AT1R），引发小动脉与阻力血管收缩，从而驱动外周阻力升高与血压上调。

② 神经体液与肾脏环节参与：Ang II可促进交感活性增强，并使肾脏钠水重吸收倾向上升，进一步强化升压效应。

③ 氧化应激-炎症-重构链条：Ang II可诱导NADPH氧化酶活化并增加活性氧（ROS）生成，进而推动内皮功能受损、炎症反应上调及血管平滑肌细胞表型改变；除血压升高外，模型常伴随血管壁增厚、媒体层重塑与胶原沉积增加等结构性改变。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物与基线：常用雄性小鼠8–12周龄；建模前适应性饲养≥7天；记录体重并采集基线血压（尾套或遥测）。

② 给药方式：皮下植入渗透泵持续输注Ang II；对照组植入同规格渗透泵并灌注等体积载体。

③ 剂量与时程：可按研究终点设置200–1,000 ng/(kg·min)连续输注，给药2–4周；推荐在正式实验前进行小规模剂量分层预实验，以确定既能形成稳定升压又满足动物福利要求的剂量窗口。

④ 剂量计算与溶液配制：

a）计算目标：将“目标剂量（ng/kg/min）”换算为“每只动物每天所需给药量”。

b）换算路径：目标剂量×体重=每分钟给药量；每分钟给药量×1440=每日给药量；每日给药量÷泵日释放体积=工作液浓度。

c）配制要点：载体常用无菌生理盐水；过滤除菌；尽量减少反复冻融；装泵与手术在无菌条件下完成，并按泵说明进行预充（priming）。

⑤ 术后管理：术后24–48小时重点观察切口、体重、摄食饮水与活动度；按伦理要求设置并执行人道终点。

（4）表型验证建议

① 血压：关注升压幅度、起效时间与稳定期水平；必要时描述昼夜节律差异。

② 血管结构：评估血管壁厚度、媒体/管腔相关指标、胶原沉积与纤维化程度，以刻画重构特征。

③ 分子读出：围绕AT1R下游信号、氧化应激与炎症标志物建立可追溯的机制链条。

1.4 L-NAME诱导高血压模型

（1）模型定位

        L-NAME模型以内皮一氧化氮合酶（NOS）抑制为基础，用于模拟NO生物利用度下降所致的内皮功能障碍相关升压表型。

（2）致病机制与表型表现

① NO生成下降与舒张能力削弱：NOS被抑制导致NO生成下降，内皮依赖性血管舒张减弱，血管张力调控向收缩侧偏移。

② 血管反应性失衡与外周阻力上升：舒缩平衡失调使外周阻力升高，从而驱动血压上调。

③ 氧化应激与内皮损伤放大：NO生物利用度下降可与活性氧生成增加形成相互促进关系，进一步加重内皮功能障碍与炎症相关变化；部分条件下可观察到小动脉重构与纤维化等结构学改变。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物与基线：常用雄性大鼠200–250 g；建模前记录体重与基线血压。

② 给药方式A（饮水法，适合慢性稳定建模）：目标剂量20–60 mg/(kg·d)，作为唯一饮水来源连续4–8周；每2–3天更换新配饮水并记录饮水量，用于回算实际摄入剂量。

③ 给药方式B（灌胃或注射，适合严格控量）：20–50 mg/(kg·d)，每日1次，连续4周；对照组给予等体积载体并保持相同操作频次，以控制应激差异。

④ 终点评估：体重、血压与心率；血清生化（可包含肌酐、尿素氮、电解质等）；必要时补充血管功能学与组织学评估。

（4）表型验证建议

① 血压：以动态监测与稳定期水平为核心，并关注给药起始阶段的上升速率。

② 血管功能：重点比较内皮依赖性舒张与非内皮依赖性舒张反应，以区分内皮与血管平滑肌因素。

③ 机制读出：结合NO相关代谢指标，以及氧化应激与炎症相关标志物支持内皮功能障碍链条的解释。

1.5 方法选择与应用建议

二、肿瘤造模：DSS相关CAC与DEN相关肝肿瘤

2.1 结直肠癌造模：DSS相关结肠炎-肿瘤模型（CAC）

（1）结直肠癌概述

        结直肠癌发生发展与上皮细胞遗传改变累积、炎症微环境持续存在、屏障功能破坏以及免疫调控失衡等因素相关。不同模型用于强调不同病理环节，例如炎症驱动的肿瘤促进、上皮损伤-修复过程中的异常增殖，以及肿瘤微环境与免疫浸润改变等。

（2）动物模型概述

        DSS相关模型通常用于构建CAC背景：DSS主要提供“黏膜屏障损伤与炎症促进”驱动；为提高肿瘤发生率与一致性，常与致突变起始因子联合形成“起始-促进”序列。

（3）模型定位

        以结肠上皮屏障损伤与反复炎症为核心背景，用于研究炎症促进肿瘤发生发展的机制，并评估抗炎、免疫调控与微环境干预策略对肿瘤负荷与病理分级的影响。

（4）致病机制与表型表现

① 屏障破坏与黏膜炎症：DSS诱导上皮损伤并引发黏膜炎症反应，形成反复损伤-修复过程。

② 异常增殖与病变进展：持续炎症刺激下，上皮增殖与组织重塑增强，可出现不典型增生并推进肿瘤相关病变进展。

③ 终点评估特征：需并行评价炎症程度与肿瘤负荷，包括结肠长度、组织学炎症评分、病灶数量/大小/分布与病理分级。

（5）实验方法（仅供参考）

① 关键一致性控制：DSS存在批次差异；同一研究尽量使用同一批号；更换批号前进行浓度滴定以匹配既往炎症强度。

② 典型AOM/DSS流程（提高一致性的常用设计）：

a）第0天：AOM腹腔注射10 mg/kg 1次。

b）第5天起：2.0%–2.5% DSS饮水5天；随后普通饮水恢复16天。

c）重复上述DSS循环共3轮；常用终点为第8–12周取材（依据研究终点可调整）。

③ 过程监测：每日记录体重、粪便性状与便血；固定DSS更换频率与配制流程；满足预设体重下降阈值或出现明显衰竭征象时执行人道终点。

④ 终点取材与计数：结肠PBS冲洗、纵向剪开铺展；记录结肠长度；计数肉眼可见肿瘤并测量直径；建议采用统一的组织取材与分段标记策略以支持分布分析。

（6）表型验证建议

① 肿瘤负荷：病灶数、最大直径、分布与总负荷指标（可采用数量与直径综合）。

② 炎症与组织学：结肠长度、组织学炎症评分；病理分级（不典型增生、腺瘤/腺癌按既定标准判定）。

③ 分子与免疫微环境：炎症因子谱、上皮增殖/凋亡标志物、免疫细胞浸润特征（按研究目的选择）。

2.2 肝肿瘤造模：DEN诱导模型

（1）肝肿瘤概述

        肝肿瘤相关研究常聚焦肝细胞癌等原发性肝恶性肿瘤，其发生发展与致突变事件累积、慢性炎症与肝细胞再生背景、代谢与免疫微环境改变等因素相关。化学致癌模型可呈现肿瘤起始、促进与进展的时间序列特征，适用于分阶段机制研究与干预评价。

（2）动物模型概述

        DEN模型为经典化学致癌模型，肿瘤发生周期较长，对品系、性别与给药时窗敏感；实验设计需强调一致化管理与分层记录，以保证发生率与负荷可比。

（3）模型定位

        以化学致突变为起点构建肝肿瘤发生与进展表型，用于研究肿瘤起始事件、克隆扩增与结节形成，以及炎症、修复与微环境因素对肿瘤进展的影响。

（4）致病机制与表型表现

① 致突变起始：DEN代谢活化后可引发DNA损伤与突变累积，形成肿瘤起始事件。

② 促进与进展：在肝细胞增殖与组织修复背景下发生克隆扩增，逐步形成结节并进展为肿瘤病变。

③ 影响因素显著：品系、性别、给药时窗与暴露强度对发生率与结节负荷影响较大。

（5）实验方法（仅供参考）

① 实验动物：常用雄性小鼠；建议同窝随机分组并记录出生日期。

② 给药方案（经典单次给药-长潜伏期设计）：生后约第14天单次腹腔注射DEN 25 mg/kg；对照组注射等体积载体；饲养至8–10个月进入肿瘤评估窗口。

③ 安全与合规：DEN为强致癌物，配制、给药与废弃物处置需严格遵循机构化学品安全与生物安全规范。

④ 过程记录：建议每月记录体重、一般状态与死亡率；必要时分阶段抽样评估肝损伤与炎症背景。

（6）表型验证建议

① 肿瘤负荷：肝表面结节数、最大结节直径、结节分布；肝重/体重比等辅助指标。

② 组织学与分子病理：H&E评估分型与分级；增殖与凋亡相关读出；必要时检测肿瘤相关信号通路标志物。

③ 肝损伤与背景：血清肝功能指标与肝组织炎症/纤维化程度（按研究目的选择）。

2.3 方法选择与应用建议

三、急性肾损伤造模：顺铂模型

3.1 急性肾损伤概述

        急性肾损伤（AKI）主要特征为短时间内肾小球滤过功能下降并伴随氮质血症进展，可合并水、电解质与酸碱平衡紊乱。其病理基础常涉及肾小管上皮细胞损伤与坏死/凋亡、肾脏微循环障碍、炎症细胞浸润与氧化应激增强等过程。

3.2 动物模型概述

        AKI动物模型用于在可控条件下重现肾功能急性下降及相关组织学与分子病理改变，以支持致病机制解析与干预策略评价。常用建模策略包括缺血再灌注、药物/毒物诱导（顺铂等）、脓毒症相关模型等。模型评价通常以肾功能指标为主轴，联合肾组织学与分子标志物读出，并辅以体重、摄食饮水与一般状态监测。

3.3 顺铂诱导AKI模型

（1）模型定位

        顺铂诱导AKI模型为经典药物性肾损伤模型，用于模拟化疗相关肾毒性所致的急性肾小管损伤表型，适用于研究肾小管损伤-炎症-氧化应激轴、细胞死亡方式及修复反应等过程。

（2）致病机制与表型表现

① 肾小管上皮细胞损伤为核心：顺铂在近端小管细胞内累积后引发DNA损伤与线粒体功能障碍，触发细胞死亡与上皮屏障破坏。

② 炎症与氧化应激放大：活性氧生成增加、炎症因子上调及免疫细胞浸润可进一步加重肾组织损伤并影响修复质量。

③ 功能与组织学读出同步改变：血清肌酐与尿素氮升高、尿中损伤标志物上调，并伴肾小管扩张、刷状缘脱落、管型形成与间质炎症等病理改变。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物与基线：常用C57BL/6背景小鼠；统一性别与周龄；给药前记录体重并可采集基线血清生化。

② 给药方案A（急性损伤，常用）：顺铂单次腹腔注射15–20 mg/kg；对照组注射等体积生理盐水；常用取材窗口为给药后48–96小时（常设72小时为主时间点）。

③ 给药方案B（亚急性/慢性损伤，便于观察修复）：顺铂2.5–5 mg/kg腹腔注射，每周1次，连续3–4周；对照组等体积载体。

④ 支持与福利控制：

a）固定补液策略（必要时皮下补液）以降低脱水对读出的干扰。

b）提供软化饲料与保温措施，减少进食下降与体温波动。

c）严格执行人道终点，避免终末期衰竭造成非特异性读出偏移。

3.4 方法选择与应用建议

四、神经疾病造模：帕金森病与阿尔兹海默症相关模型

4.1 神经疾病概述

        神经退行性疾病以特定神经元群体进行性损伤与功能衰退为主要特征，常伴随异常蛋白聚集、线粒体功能障碍、氧化应激增强、神经炎症激活及突触可塑性下降等病理过程。不同致病环节驱动的动物模型有助于在体内层面重现关键表型，并用于机制解析与干预策略评价。

4.2 动物模型概述

        帕金森病模型多强调黑质-纹状体多巴胺能通路损伤及运动表型；阿尔兹海默症模型多强调Aβ相关神经毒性、突触功能障碍与认知行为缺陷。模型评估通常将行为学读出与神经化学/组织学证据联合使用，以增强表型解释力。

4.3 帕金森病造模：MPTP模型

（1）模型定位

        MPTP模型为经典多巴胺能神经毒素诱导模型，用于模拟黑质多巴胺能神经元损伤及纹状体多巴胺耗竭相关表型，适用于研究线粒体功能障碍、氧化应激与神经炎症参与的病理过程，以及神经保护与药效评价。

（2）致病机制与表型表现

① 选择性多巴胺能损伤：活性代谢物进入多巴胺能神经元并造成通路功能受损。

② 线粒体与氧化应激改变：呼吸链功能受损并伴氧化应激增强，触发炎症与细胞死亡过程。

③ 行为与组织学表型：运动协调下降，TH阳性神经元减少，纹状体多巴胺降低。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物：雄性C57BL/6小鼠7–10周龄；造模前适应性饲养≥7天。

② 急性方案（常用）：MPTP腹腔注射20 mg/kg，每2小时1次，共4次；对照组注射等体积载体；注射当日现配工作液并固定注射时间点。

③ 管理与处置：注射后短期隔离饲养；排泄物、垫料与器械按高危毒素流程处置；固定行为学与组织学取材时间点。

（4）表型验证建议

① 行为学：转棒、开放场、爬杆等（按研究目的选择）。

② 神经化学与组织学：TH免疫染色定量；纹状体多巴胺及代谢物检测。

③ 炎症与氧化应激：小胶质细胞活化标志物与氧化应激相关读出（按研究目的选择）。

4.4 帕金森病造模：6-OHDA模型

（1）模型定位

        6-OHDA模型为经典局灶性多巴胺能神经毒性损伤模型，通常通过脑内立体定位注射建立单侧黑质-纹状体通路损伤，适用于构建稳定偏侧损伤表型并量化干预效应。

（2）致病机制与表型表现

① 氧化应激驱动神经毒性：诱发强烈氧化应激并损伤多巴胺能终末与细胞体。

② 偏侧损伤与旋转行为：单侧损伤常呈现典型旋转行为，便于量化损伤程度。

③ 组织学表型：黑质TH阳性神经元减少与纹状体纤维密度下降一致性较好。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物：小鼠8–10周龄；术前适应性饲养≥7天。

② 溶液配置：6-OHDA临用现配；载体为无菌生理盐水并加入抗坏血酸以降低氧化；避光操作。

③ 立体定位注射（参数框架）：

a）靶区选择：纹状体、内侧前脑束或黑质之一；同一研究固定靶区与坐标体系。

b）给药量设计：每侧总量2–6 µg（通过浓度与体积组合实现，可按需要分多点注射）。

c）注射速率：0.1–0.5 µL/min；注射后针头在位停留5–10分钟以减少回流。

④ 术后护理：保温复苏与镇痛；术后72小时强化监测体重与摄食；通常术后2–4周开展行为学检测。

（4）表型验证建议

① 行为学：阿扑吗啡或安非他明诱导旋转实验，结合转棒等运动测试。

② 组织学：TH免疫染色定量黑质与纹状体损伤程度。

③ 神经炎症与突触：小胶质细胞、星形胶质细胞活化及突触蛋白相关指标（按研究目的选择）。

4.5 帕金森病造模：鱼藤酮模型

（1）模型定位

        鱼藤酮模型以线粒体功能障碍为主要驱动，适用于研究线粒体毒性、氧化应激、蛋白稳态失衡与神经炎症等病理环节，亦可用于环境毒素相关风险因素研究。

（2）致病机制与表型表现

① 线粒体呼吸链抑制：引发能量代谢障碍与氧化应激。

② 个体差异与系统毒性：毒性谱较广且差异较大，需强化剂量控制与过程监测。

③ PD相关读出：运动功能下降并伴多巴胺能通路损伤与炎症相关改变。

（3）实验方法（仅供参考）

① 给药方式（降低暴露波动的一种实现）：渗透泵皮下持续给药2.0–2.5 mg/(kg·d)，连续4周；对照组给予等体积载体。

② 过程监测：每周固定记录体重、一般状态与运动功能；提前设定人道终点。

③ 批次一致性：固定溶剂体系、配制流程与给药时程；必要时通过小规模预实验校准耐受性与表型强度。

（4）表型验证建议

① 行为学：运动协调、活动度与精细运动相关测试（按研究目的选择）。

② 组织学与神经化学：TH定量与多巴胺水平测定。

③ 系统毒性：体重、一般状态与关键脏器毒性读出（按研究设计选择）。

4.6 阿尔兹海默症造模：Aβ25–35模型

（1）模型定位

        Aβ25–35为常用短肽片段，可用于构建Aβ相关神经毒性模型，主要用于模拟Aβ诱导的突触功能障碍、神经炎症与学习记忆损害，适用于快速验证与机制筛查。

（2）致病机制与表型表现

① 寡聚化/聚集相关毒性损害突触可塑性并触发炎症。

② 学习记忆相关行为学异常。

③ 突触蛋白下降、炎症因子上调与氧化应激增强等分子读出。

（3）实验方法（仅供参考）

① 肽预处理与一致性：固定溶解体系、预聚集条件、分装方式与冻融次数；同一研究尽量使用同一批次并进行质量一致性评估。

② 给药方式：侧脑室或海马注射；注射体积2–5 µL；缓慢推注并在位停留5分钟后退针以降低回流。

③ 剂量设置：按每只动物nmol量级设计低/高剂量组，并设置等体积溶剂对照或scrambled肽对照（按研究目的选择）。

④ 观察窗口：根据终点设置注射后1–4周行为学测试，并固定测试顺序与时间点。

（4）表型验证建议

① 行为学：Morris水迷宫、Y迷宫、新物体识别等（按研究目的选择）。

② 突触与神经炎症：突触蛋白与胶质细胞活化标志物。

③ 分子与病理：Aβ相关检测与氧化应激指标（按研究目的选择）。

4.7 阿尔兹海默症造模：Aβ1–42模型

（1）模型定位

        Aβ1–42聚集倾向更强，常用于构建更接近Aβ寡聚体毒性与沉积相关的模型表型，适用于研究Aβ聚集、突触损伤、神经炎症与认知缺陷之间的关联。

（2）致病机制与表型表现

① 寡聚体/纤维化聚集体形成并诱导突触功能障碍。

② 认知行为异常与突触相关读出更常用。

③ 胶质细胞活化与炎症因子上调更为突出。

（3）实验方法（仅供参考）

① 肽制备一致性：固定去聚集、成膜、再溶解、稀释与寡聚化条件；全过程避光并减少机械振荡；同一研究统一批次与制备流程。

② 给药方式：侧脑室或海马注射；注射体积2–5 µL；缓慢推注并在位停留5–10分钟。

③ 剂量设置：按每只动物µg量级设计，并与对照组保持相同溶剂比例与注射参数。

④ 观察窗口：常用注射后1–6周进行行为学与组织学评估；固定测试时间点与取材流程。

（4）表型验证建议

① 行为学：学习记忆测试组合与随时间变化追踪。

② Aβ相关：沉积/寡聚体相关检测与突触损伤指标。

③ 炎症与细胞死亡：胶质活化与细胞死亡通路读出（按研究目的选择）。

4.8 方法选择与应用建议

五、代谢疾病造模：STZ、胆固醇/高脂饲料与腺嘌呤相关方案

5.1 代谢疾病概述

        代谢性疾病表现为糖代谢、脂质代谢与嘌呤代谢等关键稳态环节失衡，并可引发全身代谢谱改变及多器官功能异常。相应动物模型多围绕“通路扰动—核心代谢指标异常—组织学与分子表型改变”的逻辑建立，用于机制研究与干预评价。

5.2 动物模型概述

        代谢疾病模型构建策略包括化学诱导、饮食干预或二者组合。模型评价通常以核心代谢指标为主轴：糖尿病以血糖与胰岛功能为核心；高脂血症以血脂谱为核心并结合肝脂代谢表型；高尿酸血症以血尿酸为核心并可结合肾功能与炎症读出。实验设计需强调动物基线均衡、给药/喂养一致性、采样时间点固定与检测平台一致性。

5.3 糖尿病造模：STZ模型

（1）模型定位

        STZ模型用于构建以胰岛β细胞损伤与胰岛素分泌不足为主要特征的高血糖表型，可通过不同给药策略形成不同强度与时间进程的代谢异常。

（2）致病机制与表型表现

① β细胞损伤与胰岛素分泌下降，导致持续性高血糖与糖耐量异常。

② 体重变化、饮水与摄食改变等全身代谢表型。

③ 胰岛形态学与β细胞标志物变化与代谢读出相互印证。

（3）实验方法（仅供参考）

① 配制原则：STZ不稳定，建议冰浴条件下临用现配；常用枸橼酸-枸橼酸钠缓冲液（pH约4.4–4.5）；固定配制温度与注射到完成的时间窗口。

② 大剂量单次法（常用于1型表型）：小鼠禁食后一次性腹腔注射100–150 mg/kg；5–7天进入成模判定窗口。

③ 多次小剂量法（降低急性毒性、便于免疫相关研究）：连续多日腹腔注射40–60 mg/(kg·d)；成模判定窗口随方案调整。

④ 成模判定：固定采血时点；空腹或随机血糖达到预设阈值并持续一定时间可作为判定依据；必要时增加糖耐量试验与胰岛素相关读出。

（4）表型验证建议

① 血糖相关：空腹/随机血糖；糖耐量试验；胰岛素与C肽相关读出（按研究目的选择）。

② 体征与摄入：体重、饮水量与摄食量。

③ 组织学与分子：胰岛形态学与β细胞相关标志物。

5.4 高脂血症造模：胆固醇/高脂饲料模型

（1）模型定位

        通过饮食干预构建血脂谱异常表型，用于研究脂质代谢紊乱及相关干预效果评价。

（2）致病机制与表型表现

① 外源脂质负荷上升推动血脂谱异常。

② 肝脂沉积与脂代谢相关分子读出改变常与血脂异常并行出现。

③ 表型形成时间与强度依赖饲料配方、喂养时程及动物背景。

（3）实验方法（仅供参考）

① 快速诱导（短窗口）：胆固醇1%–2%（w/w）+脂肪来源约10%（w/w）+基础饲料，喂养7–14天。

② 稳定诱导（中长窗口）：45%或60%脂肪供能的高脂饲料喂养4–12周；如需强化胆固醇负荷，可叠加0.2%–1%胆固醇（w/w）。

③ 过程控制：固定采血时间点与禁食时长（如采用）；记录摄食量与体重曲线；同批饲料覆盖同一研究全周期。

（4）表型验证建议

① 血脂谱：TC、TG、LDL-C、HDL-C等。

② 肝脏表型：肝重/体重比、肝脂含量、组织学脂肪变性。

③ 对照策略：同期正常饲料对照；必要时保留喂养前基线用于个体内校正。

5.5 高尿酸血症造模：腺嘌呤相关方案

（1）模型定位

        腺嘌呤相关方案常用于构建嘌呤负荷相关异常，可形成血尿酸升高并在部分方案中伴随肾脏损伤表型，适用于研究尿酸相关炎症、氧化应激与肾脏通路改变及干预评价。

（2）致病机制与表型表现

① 处理后形成血尿酸升高，并可伴肾功能指标异常与肾组织病理改变（依赖方案强度与时程）。

② 表型强度与时间进程依赖剂量、周期与动物背景，需结合动态监测进行判定。

（3）实验方法（仅供参考）

① 实验动物：成年雄性大鼠。

② 给药策略（示例框架）：腺嘌呤按200–250 mg/(kg·d)灌胃，连续3–4周；若采用联合方案，应固定联合用药种类、剂量与给药顺序，并设置药物单独组与联合组以增强可解释性。

③ 动态监测：设置第7/14/21/28天血尿酸监测；并同步检测肌酐、尿素氮及肾组织学，以支持“尿酸-肾损伤链条”的判定一致性。

（4）表型验证建议

① 代谢指标：血尿酸及动态曲线。

② 伴随读出：肾功能生化、炎症与氧化应激标志物；肾组织学评价。

5.6 方法选择与应用建议

六、免疫/炎症造模：PMA、R-848与Imiquimod

6.1 免疫/炎症疾病概述

        免疫与炎症相关疾病由先天免疫与适应性免疫应答失衡驱动，表现为炎症因子网络异常、免疫细胞募集与活化增强、组织屏障功能受损或器官免疫介导损伤等表型。动物模型通常围绕“免疫激活信号—炎症级联反应—组织病理改变与功能异常”构建，用于机制研究与干预评价。

6.2 动物模型概述

        免疫/炎症模型常采用免疫激动剂刺激、局部给药诱导组织炎症，或通过抗原免疫诱导器官特异性炎症。模型评价通常以炎症程度与免疫细胞谱系变化为主轴，并结合组织学病理、血清炎症因子与功能性读出形成联合判定框架。

6.3 PMA诱导免疫活化/炎症模型

（1）模型定位

        PMA为PKC激动剂，可用于体外诱导免疫细胞活化表型，也可用于体内局部炎症反应建模以研究炎症信号转导与细胞募集。

（2）作用机制与表型表现

① PKC通路激活，促进MAPK/NF-κB等下游信号活化并诱导炎症因子表达。

② 局部红肿、浸润及组织学炎症改变（依给药部位与方案而定）。

③ 可通过剂量与时间窗调控炎症强度。

（3）实验方法（仅供参考）

① 体外刺激：PMA 10–100 nM刺激24–72小时诱导单核细胞向巨噬样表型分化；刺激结束后更换新培养基静置24–48小时；设置未刺激与溶剂对照。

② 体内局部炎症：局部皮肤或耳部涂布PMA溶液诱导短时炎症；固定涂布面积、剂量与检测时间点；以耳厚度或耳片重量定量水肿，并辅以组织学与炎症因子检测。

（4）表型验证建议

① 炎症因子：TNF-α、IL-1β、IL-6等及其下游信号。

② 细胞学：活化标志物与浸润谱系变化。

③ 组织学：炎症评分与病理形态学读出。

6.4 R-848诱导先天免疫激活及相关炎症模型

（1）模型定位

        R-848为TLR7/8激动剂，可诱导以先天免疫激活为特征的炎症表型，并可在特定方案下形成器官免疫损伤相关读出，用于研究TLR介导的炎症反应、免疫细胞浸润与组织损伤过程。

（2）作用机制与表型表现

① 促进I型干扰素与多类炎症因子表达，驱动免疫细胞募集与活化。

② 器官损伤相关读出依赖给药强度、频次与观察窗口。

③ 免疫谱系变化明显，适用于机制解析与干预评价。

（3）实验方法（仅供参考）

① 系统给药（急性刺激框架）：腹腔注射50–100 µg/只，单次或短程重复；对照组注射等体积载体；设置给药后数小时与24小时等时间点用于急性炎症动态评估。

② 外用给药（慢性刺激框架）：耳部或背部皮肤外用固定剂量与面积，按每周多次、连续数周的日程诱导慢性炎症背景；对照组外用等体积基质或载体。

③ 评估策略：建议设置分层时间点并行组织学、血清因子与免疫细胞谱系分析，以提高判定一致性。

（4）表型验证建议

① 组织炎症与损伤：组织学炎症评分与损伤标志物（按研究目的选择）。

② 功能学：与靶器官相关的功能参数（按条件选择）。

③ 免疫机制：TLR7/8下游信号、I型干扰素通路与炎症因子谱，免疫细胞浸润谱系分析。

6.5 Imiquimod诱导银屑病样皮炎模型

（1）模型定位

        Imiquimod为TLR7激动剂，局部外用可诱导银屑病样皮炎表型，用于模拟角化过度、表皮增厚及以IL-23/IL-17轴为核心的炎症免疫反应，适用于银屑病机制与药效评价。

（2）作用机制与表型表现

① 先天免疫激活驱动炎症级联并促进Th17相关通路活化。

② 皮肤红斑、鳞屑与增厚突出；组织学可见表皮增生与炎症浸润。

③ 可结合临床样评分与组织学/分子读出形成联合判定。

（3）实验方法（仅供参考）

① 造模方式：剃除背部毛发后局部外用5%制剂，每日1次，连续5–8天；对照组给予相同基质。

② 过程控制：固定涂抹面积、涂抹时间与处理周期；必要时同步耳部涂抹以获得耳厚度读出。

③ 终点取材：皮肤组织H&E与免疫组化；必要时进行流式细胞术分析浸润免疫细胞谱系。

（4）表型验证建议

① 临床样评分：红斑、鳞屑、增厚等量化指标。

② 组织学：表皮厚度、角化异常与炎症浸润评分。

③ 分子与免疫：IL-23/IL-17轴相关因子、角化细胞标志物与浸润谱系（按研究目的选择）。

6.6 方法选择与应用建议

七、基因调控模型：多西环素与他莫昔芬诱导系统

7.1 基因表达调控模型概述

        基因表达调控模型用于在体内或体外以可控方式实现目标基因的时序性与组织特异性表达变化，常用于解析基因功能、验证致病机制及建立可逆性表型。常见策略包括四环素诱导系统（Tet-on/Tet-off）与雌激素受体融合重组酶系统（CreERT/ERT2）。模型设计需强调诱导效率、背景漏表达、组织特异性、诱导时间窗与可逆性，并建立标准化诱导与验证流程。

7.2 多西环素诱导Tet系统

（1）模型定位

        多西环素用于Tet系统中作为诱导剂实现目标基因表达的开启/关闭或表达水平调节，适用于可逆、时序控制的基因表达研究。

（2）作用机制与表型要点

① Tet-on：多西环素结合转录激活因子后促进其与TRE结合，诱导目标基因表达。

② Tet-off：多西环素抑制转录因子与TRE结合，关闭或降低目标基因表达。

③ 诱导强度与动力学受给药途径、剂量、组织通透性与转基因构建策略影响。

（3）实验方法（仅供参考）

① 饮水给药（常用）：多西环素加入饮水，常设0.2–2.0 mg/mL梯度用于优化；避光保存；每48小时更换新配饮水；记录饮水量与体重，用于评估摄入波动。

② 饲料给药（适合需降低饮水波动的设计）：使用含多西环素的定制饲料；固定饲料批次并记录摄食量与体重曲线；必要时评估血药或组织内暴露水平以校准诱导强度。

③ 诱导与撤除时间窗：设置诱导起始后多时间点取样建立表达上升曲线；停药后设置撤除期多时间点建立回落曲线；同一研究保持采样时间点一致。

（4）验证建议

① 表达验证：qPCR、Western blot、免疫染色或报告基因信号。

② 漏表达评估：未诱导对照与同窝对照并行。

③ 组织分布：目标组织与非目标组织并行检测以评估特异性与外溢表达。

7.3 他莫昔芬诱导CreERT/ERT2系统

（1）模型定位

        他莫昔芬用于CreERT/ERT2系统，通过激活与ER配体结合结构域融合的Cre重组酶，实现时间可控的基因重组/敲除/敲入，适用于在特定发育阶段或时间点启动基因重组的研究。

（2）作用机制与表型要点

① 他莫昔芬与ER结构域结合促使CreERT/ERT2入核，介导loxP位点重组。

② 重组效率依赖Cre驱动子活性、组织通透性与给药方案，不同组织差异显著。

③ 重组事件不可逆，诱导时间窗决定后续稳定遗传改变起点。

（3）实验方法（仅供参考）

① 溶液配制：常以玉米油溶解；配制浓度常设10–20 mg/mL；充分溶解后避光保存；固定配制批次覆盖同一诱导周期。

② 给药方案（成年小鼠常用框架）：腹腔注射连续3–5天（每日1次）或隔日多次；剂量按体重换算并以“获得足够重组且动物耐受”为目标进行预实验优化。

③ 取材时间：最后一次给药后设置固定间隔（如3–14天）进行重组验证与表型评估，避免重组动力学差异造成组间不可比。

④ 对照体系：设置“Cre阴性+他莫昔芬处理”对照，区分药物本身效应与基因重组效应。

（4）验证建议

① 重组验证：基因组PCR/测序、报告基因或靶蛋白缺失检测。

② 组织特异性：目标组织与非目标组织并行评估重组效率。

③ 干扰控制：记录体重、一般状态与基础炎症指标（按研究背景选择），降低药物毒性与应激混入。

7.4 方法选择与应用建议

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