本试剂盒适合从各种植物组织和植物培养细胞中快速简单地提取基因组 DNA，提取的基因组 DNA 片段大，纯度高，稳定性好，可直接用于 PCR、酶切和杂交等实验。提取过程无需酚抽提， 新鲜或干燥的植物组织细胞磨碎后经裂解液裂解和氯仿抽提，蛋白质、多糖、细胞残片被沉淀去除， 在优化的结合条件下 DNA 可与吸附柱 WMF 特异性的结合，快速充分的洗涤去除残留的蛋白质和 盐分等杂质，最后 DNA 溶解 Buffer EB 中。
产品组分表：
| D1121516 | Component | 50 T | Storage | | D1121516A | Buffer DP1 | 40 ml | RT | | D1121516B | Buffer DP2 | 40 ml | RT | | D1121516C | Buffer DW1P | 30 ml | RT | | D1121516D | Buffer DW2 | 12 ml | RT | | D1121516E | Buffer EB | 15 ml | RT | | D1121516F | 吸附柱 WMF | 50 个 | RT | | D1121516G | 2 ml Collection Tubes | 50 个 | RT |
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储存条件
本试剂盒所有组分置于室温干燥条件下，可保存 15 个月。
注意事项
1. 样品应避免反复冻融，否则会导致提取的 DNA 片段较小且提取量也下降。
2. 使用前请检查Buffer DP1和Buffer DP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer DP1和Buffer DP2于37℃水浴重新溶解。
操作步骤
使用前，向12mL Buffer DW2中加入48mL 无水乙醇。
DP1 比较粘稠，用前需要在 65℃预热并充分摇匀。实验前在预热的 DP1 中加入巯基乙醇，使其 终浓度为 0.1%。如 1 ml DP1 中加入 1 μl 巯基乙醇，混匀后即可使用。需要在通风厨中进行相关 操作。
1. 称取新鲜植物组织约 100 mg 或干重植物组织约 30 mg，剪成微小的碎片，加入液氮充分研磨。
2. 将研磨后的粉末迅速加入到 700 μl 预热的 Buffer DP1 中 (含终浓度 0.1%的β-巯基乙醇)，迅 速颠倒混匀后，在 65℃孵育 20 min，孵育过程中颠倒数次混匀。
3. 加入 700 µl 氯仿 (自备)，用振荡器充分混匀 30 sec，12,000 rpm (～13400×g) 离心 5 min， 此时上清液将变得透明。 注意：若提取富含多酚或淀粉的植物组织，可在第 3 步前用酚：氯仿 (1：1)进行等体积抽提。
4. 小心将上一步上层水相转移至新的离心管中 (注意不要吸到中间杂质)，加入 700 µl Buffer DP2， 混匀 (此时可能会出现沉淀)。
5. 将得到的溶液和沉淀一起转入吸附柱 WMF (吸附柱放在收集管中)，12,000 rpm (～13400×g)离心 30 sec，弃去滤液，将吸附柱放回收集管中。 (吸附柱容积为 700 µl 左右，可分次加入 离心。)
6. 加入 500 µl Buffer DW1P 至吸附柱，12,000 rpm (～13400×g) 离心 30 sec，弃废液，将吸 附柱放回收集管中。
7. 加入 500 µl Buffer DW2 (使用前请加入无水乙醇) 至吸附柱，12,000 rpm (～13400×g) 离心 30 sec，弃废液，将吸附柱放回收集管中。
8. 重复操作步骤 7。
9. 12,000 rpm (～13400×g) 离心 3 min，倒掉收集管中的废液。
10. 将吸附柱转入一个新的 1.5 ml 离心管中，向吸附膜的中间部位悬空滴加 50-200 μl Buffer EB， 12,000 rpm (～13400×g) 离心 1 min，得到 DNA 溶液。 注意：Buffer EB 体积不应少于 50 μl。洗脱液的 pH 值对洗脱效率有很大影响，若用水做洗 脱液应保证其 pH 值在 7.0-8.5 (可以用 NaOH 将水的 pH 值调到此范围)，pH 值低于 7.0 时洗 脱效率不高。
ZJ25F0724832
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