引言

护肤品中的胶原蛋白肽常被理解为可以直接补充皮肤流失的胶原。实际过程并非将外源胶原填入真皮，而是涉及两个不同层次：

         ①较大的胶原水解片段主要作用于皮肤表面和角质层，发挥吸湿、成膜和改善干燥纹理的作用；

         ②具有特定氨基酸序列的短肽，若能够从配方中释放、穿过角质层并保持结构完整，可能进一步影响角质形成细胞或真皮成纤维细胞的细胞外基质代谢。

         胶原蛋白肽的护肤作用并不是将外源胶原直接补入真皮，而是由原料类型、经皮递送能力、特定肽序列的细胞活性以及胶原合成与降解平衡共同决定。其主要作用路径如下图所示。

         较大的胶原及水解片段主要在皮肤表面发挥吸湿和成膜作用；明确序列的短肽只有在完成配方释放、穿过角质层并保持结构稳定后，才可能作用于活性表皮或真皮细胞。其最终效果取决于胶原生成、成熟与降解之间的动态平衡。

1 胶原蛋白、胶原水解物与活性短肽

1.1 真皮胶原由成纤维细胞合成和组装

         皮肤真皮中的细胞外基质（extracellular matrix，ECM）主要由胶原、弹性蛋白、糖胺聚糖和多种黏附蛋白组成。Ⅰ型胶原是真皮纤维结构的主体，Ⅲ型胶原参与调节纤维排列和组织力学性质。

真皮胶原的形成并不是游离氨基酸或蛋白片段的简单堆积，而是一套连续的细胞合成过程：

         前胶原多肽链合成 → 脯氨酸和赖氨酸羟化 → 三股螺旋折叠 → 前胶原分泌 → 两端前肽切除 → 胶原分子排列 → 原纤维组装与交联

         外源胶原缺少细胞内羟化、折叠和分泌过程，也无法自行完成细胞外定向排列。因此，外用胶原并不是通过直接嵌入原有胶原纤维发挥作用。

1.2 胶原蛋白肽原料包括不同类型

         商业原料中的“胶原蛋白肽”可能是胶原水解形成的复杂混合物，也可能是具有明确序列的单一短肽。两者的组成、递送能力和作用机理不同。

2 完整胶原为什么难以直接补入真皮

2.1 角质层限制大型亲水蛋白进入

         角质层由角质细胞和连续排列的细胞间脂质构成。外源物质需要先从配方中释放，再分配进入角质层，随后才能向活性表皮和真皮扩散。

         完整胶原属于大型、亲水性较强的蛋白质，还可能形成三股螺旋、聚集体或纤维结构。它在角质层脂质中的分配能力较低，扩散速度也受到分子尺寸限制。即使是分子量低得多的寡肽，其经皮递送仍会受到亲水性、电荷和分子构象的显著影响。肽类经皮研究表明，降低电荷并调整分子结构可以提高皮肤渗透，说明分子量并不是唯一决定因素。[2]

2.2 进入皮肤不等于形成胶原纤维

         胶原纤维的形成依赖成纤维细胞合成前胶原，并经过羟化、折叠、分泌、酶切和交联。外源胶原片段即使有少量进入皮肤，也缺少重新组装为正常真皮胶原纤维所需的细胞过程。

外用胶原相关原料对真皮产生作用，更可能通过以下途径：

         特定肽到达活性皮肤层 → 与细胞膜或细胞外结构发生相互作用 → 改变细胞信号和基因表达 → 调节成纤维细胞合成或重塑细胞外基质

         这是一种细胞调节过程，而不是物理填充过程。

3 胶原蛋白肽的经皮递送条件

短肽由配方到达皮肤靶细胞，需要经历一条连续递送链：

         配方中的总肽 → 从载体或水相中释放 → 分配进入角质层 → 在皮肤中扩散 → 抵抗酶解和化学降解 → 到达目标皮肤层 → 形成有效局部浓度

         其中任何环节效率较低，都会减少最终到达靶细胞的完整肽含量。

3.1 分子量与实际分子状态

         分子尺寸较小通常有利于皮肤扩散，但不存在适用于所有肽的固定穿透数值。相同分子量的肽，因电荷、疏水性和构象不同，经皮行为可以存在明显差异。

水解胶原还存在分子量分布问题。平均分子量相同的两种原料，可能具有完全不同的组成：

         ①一种主要由大小接近的寡肽构成；

         ②另一种同时含有大量游离氨基酸和较长多肽。

         短肽还可能通过氢键、静电作用或疏水作用形成聚集体，使实际扩散粒径大于单个肽分子的理论尺寸。因此，原料评价应关注分子量分布和聚集状态；对于可能形成聚集体或载体颗粒的体系，可进一步评价其水溶液粒径。

3.2 氨基酸序列、净电荷与疏水性

肽序列决定以下性质：

         ①酸性和碱性氨基酸数量；

         ②配方pH下的净电荷；

         ③氢键形成能力；

         ④水相溶解性；

         ⑤与角质层脂质的亲和性；

         ⑥自组装和聚集倾向；

         ⑦对肽酶降解的敏感性。

         亲水性和带电性较强的肽容易溶解于水相，却不易进入角质层脂质；疏水性过强的肽可能进入角质层脂质，但也可能被油相或角质层过度滞留，难以继续向活性表皮扩散。

经皮递送所需的是适当的水相溶解、配方释放和角质层分配平衡，而不是单纯追求高亲水性或高亲脂性。

3.3 脂化修饰的作用与局限

         在短肽上连接棕榈酰基等脂肪酸链，可以提高肽与脂质相的相互作用。例如，棕榈酰五肽-4是在KTTKS序列基础上进行脂化修饰。

脂化可能产生以下变化：

         肽水溶性下降 ＋ 角质层脂质亲和性提高 ＋ 皮肤表面滞留增加 ＋ 肽酶稳定性可能改变

         这些变化有时有利于皮肤递送，但也可能导致肽聚集、进入胶束或停留在角质层。脂化肽的真皮递送仍需通过人体皮肤分层定量进行验证，不能由结构修饰直接推断。

3.4 配方释放决定可利用浓度

         肽在配方中可能处于游离状态，也可能与增稠聚合物、表面活性剂、乳化界面或脂质载体结合。

         原料添加量较高，并不代表目标皮肤层中的游离肽浓度同步升高。若肽被载体过度包埋，或与配方组分结合较强，其释放速度可能受到限制。

3.5 皮肤内稳定性

皮肤表面、角质层和活性表皮中存在多种肽酶。短肽进入皮肤后可能发生：

         ①氨基端或羧基端逐步切割；

         ②肽链内部水解；

         ③含硫或芳香族氨基酸氧化；

         ④天冬酰胺和谷氨酰胺脱酰胺；

         ⑤脂化连接部位断裂或脂肪酸链氧化。

         检测到荧光信号进入皮肤，不一定表示完整肽已到达相应深度。荧光基团可能从肽上脱落，也可能附着在降解片段上。较可靠的评价方式是对角质层、活性表皮和真皮分别取样，再通过液相色谱—质谱检测完整特征序列。

4 不同皮肤层中的作用不同

         胶原蛋白肽是否需要进入真皮，取决于其目标作用。

4.1 表面保湿不需要进入真皮

         较大的胶原多肽能够在皮肤表面形成亲水性膜层，并通过结合水分改善角质层柔软度。角质层水合提高后，干燥引起的细纹和粗糙度可能暂时降低。

         这种作用属于表皮表面改善，与真皮胶原合成是两个不同过程。

4.2 直接作用于成纤维细胞需要真皮递送证据

         成纤维细胞主要位于真皮。若一种肽被描述为直接提高成纤维细胞的Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原或纤连蛋白生成，完整活性序列需要接近真皮成纤维细胞，并形成具有生物学意义的局部浓度，再结合细胞实验的浓度—效应关系进行比较。

         细胞培养实验将肽直接加入培养液，绕过了角质层和表皮屏障。这类研究证明的是“肽与细胞接触后可能产生什么作用”，不能单独证明普通外用配方能够完成相同递送。

4.3 表皮也可能间接影响真皮

         肽不一定都要直接进入真皮才能影响真皮环境。某些成分可先作用于活性表皮中的角质形成细胞，再通过细胞因子和生长因子影响下方成纤维细胞。

         这种表皮—真皮交流需要三维皮肤模型、共培养模型或组织实验支持。单独的成纤维细胞实验无法区分直接作用与表皮介导的间接作用。

5 特定胶原来源肽如何调节成纤维细胞

5.1 胶原片段可以携带细胞外基质信号

         细胞外基质不仅提供机械支撑，也参与调节细胞行为。胶原前体加工或胶原降解产生的部分短肽可以引起特定细胞反应，这类具有生物活性的细胞外基质片段常称为基质来源肽。

KTTKS是研究较早的胶原来源五肽。其氨基酸序列为：

         Lys–Thr–Thr–Lys–Ser

         赖氨酸–苏氨酸–苏氨酸–赖氨酸–丝氨酸

         研究显示，KTTKS可提高培养成纤维细胞中Ⅰ型胶原、Ⅲ型胶原和纤连蛋白等细胞外基质成分的生成。[1]

5.2 不同肽序列产生不同细胞反应

         脯氨酰羟脯氨酸（Pro-Hyp）是胶原来源二肽。培养人真皮成纤维细胞研究中，Pro-Hyp可提高细胞增殖和透明质酸合成，并上调透明质酸合酶2相关表达。[3]

这一结果说明Pro-Hyp具有细胞活性，但需要注意两个限制：

         1. 实验将Pro-Hyp直接加入细胞培养液，没有评价角质层递送；

         2. 研究重点是细胞增殖和透明质酸代谢，并不能直接解释为成熟胶原纤维增加。

         GEKG四肽在培养人真皮成纤维细胞中表现出促进胶原及其他细胞外基质相关指标的作用，小规模人体研究也观察到皮肤粗糙度改善。[4] 由于研究样本量和递送数据有限，该结果适合作为明确序列肽具有细胞调节潜力的证据，而不是所有外用胶原肽的通用结论。

5.3 从基因表达升高到胶原纤维形成

成纤维细胞中胶原相关基因表达升高，只代表胶原合成程序的部分环节发生变化。成熟胶原形成还需要经过多步加工：

         COL1A1、COL1A2等胶原基因转录 → 前胶原多肽链翻译 → 脯氨酸和赖氨酸羟化 → 三股螺旋折叠 → 前胶原分泌 → 前肽切除 → 原纤维排列 → 共价交联

         其中，COL1A1和COL1A2分别编码Ⅰ型胶原的α1链和α2链。检测这些基因的信使核糖核酸上升，不能单独证明真皮中已经形成数量增加、排列有序的成熟胶原纤维。

较完整的细胞外基质评价应同时观察：

         ①胶原相关基因表达；

         ②前胶原蛋白分泌；

         ③胶原沉积量；

         ④原纤维结构和排列；

         ⑤纤连蛋白、弹性蛋白及透明质酸变化；

         ⑥细胞与基质之间的力学连接。

6 胶原合成与MMP降解共同决定胶原稳态

6.1 胶原稳态是生成与降解的动态平衡

皮肤中的胶原含量可以概括为：

         胶原净变化 ＝前胶原合成与成熟 － 胶原酶解与非酶损伤

         刺激胶原合成只是其中一端。紫外线、氧化应激和慢性炎症持续存在时，新形成的胶原仍可能受到加速降解。

6.2 紫外线同时降低合成并提高降解

         紫外线可增加活性氧（reactive oxygen species，ROS），并激活丝裂原活化蛋白激酶相关信号及激活蛋白-1（activator protein-1，AP-1）。AP-1可提高基质金属蛋白酶（matrix metalloproteinase，MMP）相关基因表达。[11]

其过程可表示为：

         紫外线 → ROS升高 → AP-1等应激信号增强 → MMP-1表达升高 → Ⅰ型和Ⅲ型胶原初始切割

         MMP-1可在纤维胶原三股螺旋的特定位点进行初始切割，产生约四分之三和四分之一长度的片段。[12]三股螺旋稳定性下降后，其他蛋白酶可继续降解这些片段。

         与此同时，紫外线还可抑制转化生长因子-β（transforming growth factor-β，TGF-β）相关信号，使Ⅰ型前胶原合成下降。[5]

6.3 胶原碎裂会削弱成纤维细胞功能

         正常真皮中，成纤维细胞通过整合素等黏附结构附着于胶原纤维，并对周围基质施加牵张力。完整胶原网络为细胞提供伸展形态和机械信号。

         胶原大量碎裂后，成纤维细胞缺少稳定附着点，细胞伸展和机械张力下降。人老化皮肤和胶原模型研究发现，胶原碎裂可伴随成纤维细胞ROS、AP-1和MMP-1进一步升高，从而形成持续的基质损伤循环。[6]

         胶原碎裂 → 成纤维细胞附着与牵张下降 → 氧化应激和MMP-1升高 → 胶原进一步降解

         这一循环说明，胶原抗老不仅需要调节成纤维细胞合成新胶原，也需要减少已有胶原网络受到反复损伤。

6.4 胶原蛋白肽不等同于MMP抑制剂

         特定胶原来源肽是否能够间接影响MMP表达，需要依据具体肽序列和实验结果判断。

         MMP也参与正常基质更新。例如，在出生后小鼠真皮和三维交联Ⅰ型胶原模型中，膜型基质金属蛋白酶MMP-14参与成纤维细胞周围胶原重塑，并与β1整合素信号和成纤维细胞存活相关。[10]

         胶原稳态所需的是适度、受控的基质重塑，而不是将所有MMP活性降至较低水平。

7 与维生素C、视黄醇的组合机理

         以下内容主要说明不同成分在胶原代谢中的作用环节互补，不代表特定复配体系已证实存在协同效应。

7.1 与维生素C复配：细胞信号与前胶原成熟

         在前胶原合成过程中，脯氨酸和赖氨酸残基分别由脯氨酰羟化酶和赖氨酰羟化酶催化羟化。两类酶均属于Fe²⁺和α-酮戊二酸依赖性双加氧酶；维生素C通过帮助维持酶活性中心铁离子的还原状态，支持羟化反应持续进行。

简化反应为：

         前胶原中的脯氨酸或赖氨酸 ＋α-酮戊二酸＋O₂ →羟脯氨酸或羟赖氨酸 ＋琥珀酸＋CO₂

         酶反应需要亚铁离子，维生素C有助于维持酶活性所需的还原状态。羟脯氨酸有助于稳定胶原三股螺旋，羟赖氨酸则参与糖基化及后续胶原结构形成。[7]

两类原料的作用分工为：

         特定胶原来源肽 → 调节成纤维细胞的细胞外基质反应

         维生素C → 支持前胶原羟化、折叠和成熟

外用维生素C人体研究曾观察到皱纹改善及活检中的新胶原形成，但结果对应具体配方，不能直接外推到所有维生素C形式和浓度。[8]

复配时主要考察：

         ①肽在酸性条件下的完整性；

         ②左旋抗坏血酸的氧化稳定性；

         ③金属离子对氧化和肽结构的影响；

         ④肽与增稠剂、乳化剂的结合；

         ⑤储存后的肽序列与维生素C含量。

7.2 与视黄醇复配：核受体调控与基质信号

         视黄醇进入皮肤后，可逐步氧化为视黄醛和视黄酸。视黄酸与细胞核内受体结合，调节表皮分化、成纤维细胞功能及细胞外基质相关基因表达。

         人体皮肤研究显示，外用视黄醇可引起表皮和真皮组织学变化，并提高Ⅰ型、Ⅲ型胶原相关表达。[9]

其组合逻辑为：

         视黄醇 → 通过核受体调节细胞转录和皮肤更新

         特定胶原来源肽 → 通过细胞外基质来源信号调节成纤维细胞反应

         配方设计中需要处理视黄醇的光、氧和热稳定性，同时避免高温乳化过程对肽结构造成影响。视黄醇可能引起干燥和脱屑，水解胶原、甘油及屏障脂质可改善水合和使用感，但不代表可以消除视黄醇相关刺激。

7.3 防晒减少胶原损伤输入

         紫外线能够同时抑制前胶原合成并提高MMP相关降解。防晒减少紫外线引起的损伤输入，胶原肽、维生素C和视黄醇则分别作用于细胞信号、胶原成熟和转录调控。

8 胶原蛋白肽经皮递送、胶原合成与稳态调控相关代表化学品分类及科研应用

表1 胶原基质、特征氨基酸与胶原来源肽

表2 胶原羟化、成纤维细胞信号与维生素A类研究产品

表3 氧化应激、光损伤与基质金属蛋白酶研究产品

表4 皮肤水合、屏障脂质与配方递送研究产品

         注：以上为阿拉丁代表性科研及配方研究相关产品，更多产品规格、级别、COA信息可用“品名/CAS/货号”在阿拉丁官网检索。

参考文献

[1] Katayama K, Armendariz-Borunda J, Raghow R, Kang AH, Seyer JM. A pentapeptide from type I procollagen promotes extracellular matrix production. Journal of Biological Chemistry. 1993;268(14):9941-9944. doi:10.1016/S0021-9258(18)82153-6.

[2] Lim SH, Sun Y, Madanagopal TT, Rosa V, Kang L. Enhanced skin permeation of anti-wrinkle peptides via molecular modification. Scientific Reports. 2018;8:1596. doi:10.1038/s41598-017-18454-z.

[3] Ohara H, Ichikawa S, Matsumoto H, Akiyama M, Fujimoto N, Kobayashi T, Tajima S. Collagen-derived dipeptide, proline-hydroxyproline, stimulates cell proliferation and hyaluronic acid synthesis in cultured human dermal fibroblasts. Journal of Dermatology. 2010;37(4):330-338. doi:10.1111/j.1346-8138.2010.00827.x.

[4] Farwick M, Grether-Beck S, Marini A, Maczkiewitz U, Lange J, Köhler T, et al. Bioactive tetrapeptide GEKG boosts extracellular matrix formation: in vitro and in vivo molecular and clinical proof. Experimental Dermatology. 2011;20(7):602-604. doi:10.1111/j.1600-0625.2011.01307.x.

[5] Quan T, He T, Kang S, Voorhees JJ, Fisher GJ. Solar ultraviolet irradiation reduces collagen in photoaged human skin by blocking transforming growth factor-β type II receptor/Smad signaling. American Journal of Pathology. 2004;165(3):741-751. doi:10.1016/S0002-9440(10)63337-8.

[6] Fisher GJ, Quan T, Purohit T, Shao Y, Cho MK, He T, et al. Collagen fragmentation promotes oxidative stress and elevates matrix metalloproteinase-1 in fibroblasts in aged human skin. American Journal of Pathology. 2009;174(1):101-114. doi:10.2353/ajpath.2009.080599.

[7] Boyera N, Galey I, Bernard BA. Effect of vitamin C and its derivatives on collagen synthesis and cross-linking by normal human fibroblasts. International Journal of Cosmetic Science. 1998;20(3):151-158. doi:10.1046/j.1467-2494.1998.171747.x.

[8] Fitzpatrick RE, Rostan EF. Double-blind, half-face study comparing topical vitamin C and vehicle for rejuvenation of photodamage. Dermatologic Surgery. 2002;28(3):231-236. doi:10.1046/j.1524-4725.2002.01129.x.

[9] Kong R, Cui Y, Fisher GJ, Wang X, Chen Y, Schneider LM, Majmudar G. A comparative study of the effects of retinol and retinoic acid on histological, molecular, and clinical properties of human skin. Journal of Cosmetic Dermatology. 2016;15(1):49-57. doi:10.1111/jocd.12193.

[10] Sabeh F, Li XY, Olson AW, Botvinick E, Kurup A, Gimenez LE, Cho JS, Weiss SJ. Mmp14-dependent remodeling of the pericellular–dermal collagen interface governs fibroblast survival. Journal of Cell Biology. 2024;223(9):e202312091. doi:10.1083/jcb.202312091.

[11] Fisher GJ, Datta SC, Talwar HS, Wang ZQ, Varani J, Kang S, Voorhees JJ. Molecular basis of sun-induced premature skin ageing and retinoid antagonism. Nature. 1996;379(6563):335-339. doi:10.1038/379335a0.

[12] Chung L, Dinakarpandian D, Yoshida N, Lauer-Fields JL, Fields GB, Visse R, Nagase H. Collagenase unwinds triple-helical collagen prior to peptide bond hydrolysis. EMBO Journal. 2004;23(15):3020-3030. doi:10.1038/sj.emboj.7600318.

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