引言

        糖苷中，糖的端基碳可通过氧、氮或硫原子与非糖部分连接，也可直接与苷元碳原子形成碳—碳键。连接方式改变端基反应中心的电子结构、离去基团性质及可发生的断键过程，并影响糖苷在酸、碱和酶作用下的裂解行为。[1-6]

        实际裂解速率还受到糖环结构、苷元或离去基团、分子构象、pH、温度及催化剂等因素影响。同一种连接类型的糖苷，在不同结构和反应条件下可表现出不同的反应速率和裂解途径。[1-4,7]

        苷键结构的化学意义不仅在于区分O、N、S、C糖苷，还在于限定端基中心能够发生哪些反应。典型O-糖苷可发生酸催化水解；部分O-糖苷在强碱中可通过邻基参与发生裂解；C-糖苷缺少典型O-糖苷的C1—O—苷元连接，需要不同的C—C键裂解途径。[1,5,7-9]

1 O、N、S、C糖苷的连接结构

1.1 糖端基碳与苷元的连接方式

        单糖由开链形式形成环状半缩醛或半缩酮后，原羰基碳成为端基碳（anomeric carbon）。葡萄糖等醛糖形成吡喃糖环时，端基碳为C1。糖苷形成过程中，端基碳与另一基团形成新的共价连接。

O、N、S和C糖苷的主要结构差异见下表。

        腺苷中核糖端基碳与腺嘌呤氮原子形成N-糖苷键。芥子油苷属于β-D-硫代葡萄糖苷，其葡萄糖端基碳经硫原子与非糖部分连接。葛根素则属于C-糖苷，葡萄糖端基碳直接与大豆苷元骨架的碳原子形成C—C键。[3,5,6]

        连接原子及其邻近结构影响端基碳周围的电子环境和离去基团性质。O-糖苷中的糖苷氧可参与酸催化反应；C-糖苷不存在相应的C1—O—苷元结构，典型O-糖苷的水解途径不适用于其C—C连接。[1,5,8]

1.2 连接类型与裂解速率

        O、N、S、C连接类型本身不足以确定具体糖苷的裂解速率。相同连接类型内部，取代基、构象和反应条件均可造成明显的动力学差异。[1,3,4,7]

        腺苷提供了N-糖苷稳定性的实验实例。Stockbridge等测定腺苷N-糖苷键的自发裂解，在25 ℃、pH 7条件下得到非催化裂解速率常数约为3.7 × 10⁻¹² s⁻¹，说明腺苷在中性条件下具有较高的动力学稳定性。[3]

        酸性环境会明显改变嘌呤核苷的裂解行为。Jordan和Niv比较多种取代嘌呤核苷后发现，碱基取代和糖苷构象变化可造成百倍量级的酸催化水解速率差异，其中部分衍生物之间达到约110倍和700倍。[4]

        O-糖苷也具有明显的结构和条件依赖性。4-硝基苯基β-D-吡喃葡萄糖苷在酸性、近中性和碱性区域可经历不同的裂解途径；苯基β-D-葡萄糖苷和结构接近的木糖苷在强碱中的裂解速率也存在明显差异。[1,7]

        具体糖苷的裂解速率由连接方式、糖结构、苷元或离去基团、构象和反应条件共同决定，仅依据O、N、S、C类别无法给出普遍适用的固定水解速率排序。

2 O-糖苷的化学裂解

2.1 酸催化O-糖苷键裂解

        O-糖苷的糖端基碳通过氧原子与苷元连接。以芳基O-葡萄糖苷为模型的动力学研究显示，酸性条件下可先形成质子化的底物共轭酸，随后发生糖苷C—O键异裂。[1,2]

2.1.1 糖苷氧质子化

典型O-糖苷的端基连接表示为：

糖-C1—O—R

R代表苷元或模型底物中的有机基团。

        酸性介质中，糖苷连接相关的氧原子接受质子，形成底物共轭酸。质子化改变糖苷氧附近的电子分布，提高与端基碳相连基团的离去能力。[1]

        4-硝基苯基β-D-吡喃葡萄糖苷的动力学研究测得酸性区域H₃O⁺/D₃O⁺动力学同位素效应约为0.65，支持底物共轭酸的形成以及随后发生的糖苷C—O键异裂。[1]

2.1.2 端基C—O键异裂

        质子化后，端基碳C1与苷元侧氧之间的C—O键发生异裂。碳-13动力学同位素效应研究显示，酸催化葡萄糖苷水解可经历逐步的解离—结合过程，并形成具有显著氧碳正离子特征的糖基中间状态。[2]

该过程可表示为：

质子化O-糖苷 → C1—O键异裂 → 氧碳正离子型糖基反应状态

不同糖苷的离去基团、糖环取代和构象不同，端基C—O键断裂程度及中间状态的稳定性也会发生变化。[1,2]

2.1.3 水进攻端基反应中心

端基C—O键裂解后形成的亲电性糖基中心与水反应。水作为亲核试剂进攻端基碳，经过质子转移形成相应单糖并释放苷元。

整体反应为：

O-糖苷 + H₂O → 相应单糖 + 苷元（H⁺催化）

同一个4-硝基苯基β-D-吡喃葡萄糖苷在pH改变后还可进入双分子反应或分子内参与等其他裂解途径，说明酸催化机理不能脱离具体底物和反应条件推广到全部O-糖苷。[1]

2.2 碱性条件下O-糖苷的裂解

        部分O-糖苷在温和碱性环境中具有较高稳定性；具有合适糖环结构和离去基团的O-糖苷在较强碱性条件下仍可发生端基连接裂解。[1,7]

2.2.1 邻基参与与分子内亲核取代

        Takenoshita等比较了苯基β-D-吡喃葡萄糖苷（phenyl β-D-glucopyranoside，PhG）和苯基β-D-吡喃木糖苷（phenyl β-D-xylopyranoside，PhX）在强碱条件下的反应。两种化合物均具有端基C1—O—苯基连接。[7]

        在1.0 mol/L NaOD/D₂O中，两种糖苷的裂解均涉及C2羟基去质子化形成氧负离子。当糖环采取有利构象时，C2氧负离子对端基碳C1进行分子内亲核进攻，并伴随C1—OAr键断裂。[7]

主要反应变化为：

C2—OH → C2—O⁻

C2—O⁻进攻C1 → C1—OAr键裂解

碱性条件在这一过程中提高邻位氧基团的亲核性，由糖分子内部的含氧基团参与端基取代反应。该途径与酸催化条件下的糖苷氧质子化和解离性C—O键裂解不同。[1,7]

2.2.2 糖环结构影响碱性裂解速率

        PhX在上述条件下的裂解明显快于PhG。PhG具有C6羟甲基部分，而PhX缺少C6碳。100 ℃时测得的活化熵ΔS‡约为−22.0 cal·mol⁻¹·K⁻¹（PhG）和−10.8 cal·mol⁻¹·K⁻¹（PhX）。[7]

        计算分析显示，PhG反应过渡态中离去的苯氧负离子可与C6羟基形成较强氢键，并产生不利的熵效应；PhG和PhX的反应构象在稳定性和构象灵活性方面也存在差异。[7]

        这组结果显示，同为O-糖苷时，糖环结构和构象即可显著改变碱性裂解动力学。

2.3 O-糖苷裂解速率的影响因素

O-糖苷的酸、碱裂解研究显示，端基连接只是决定反应性的因素之一。[1,2,7]

糖环大小、取代方式和构象均具有反应性意义，其影响需要结合具体底物及实验条件评价。[1,7]

3 C-糖苷的裂解：以葛根素为例

3.1 葛根素的C—C糖苷连接

葛根素（puerarin）是大豆苷元（daidzein）的8-C-葡萄糖基化产物，葡萄糖端基碳直接与大豆苷元骨架C8形成C—C键。[5,9]

其端基连接为：

葡萄糖-C1—C8-大豆苷元

典型O-葡萄糖苷的端基连接则为：

葡萄糖-C1—O—苷元

        经典糖苷水解机制主要作用于含有C1—O连接的底物。C-糖苷缺少这一离去路径，对常见化学水解条件和经典糖苷水解酶表现出较高稳定性。[5,8]

        葛根素仍可发生生物脱糖。已报道的微生物体系先氧化糖部分，再通过专门的消除反应裂解糖与苷元之间的C—C连接。[5,8,9]

3.2 糖部分氧化形成3″-氧代中间体

        人肠道细菌PUE菌株的葛根素代谢体系中，DgpA首先氧化葛根素葡萄糖部分的C3位，生成3″-氧代葛根素（3″-oxo-puerarin）。随后，DgpB-C组成的C-脱糖酶复合物作用于该氧化中间体并释放大豆苷元。[5]

反应顺序为：

葛根素

→ 葡萄糖部分C3位氧化

→ 3″-氧代葛根素

→ 糖—苷元C—C键裂解

→ 大豆苷元

C3羟基氧化为羰基后形成3-酮糖结构，糖部分的电子状态发生改变，为后续β-消除反应提供反应基础。[5,8]

3.3 β-消除裂解糖—苷元C—C键

        Bitter等对3-酮O-和C-糖苷的酶促裂解进行了结构和动力学研究。葛根素经C3氧化形成3-酮底物后，可由C-糖苷脱糖β-消除酶PuCGE催化裂解。[8]

        PuCGE含有Mn²⁺活性中心。结构和计算研究显示，活性位点中的组氨酸参与C2质子的脱除，3-酮结构及金属中心参与底物定位和电荷稳定；大豆苷元部分的定位及7位羟基的离子化状态也参与C—C键裂解。[8]

        对3-酮葛根素的动力学测定得到PuCGE的 kcat 为18 ± 0.4 s⁻¹，Km 为0.8 ± 0.1 mmol/L，表明氧化后的C-糖苷能够成为该β-消除酶有效处理的底物。[8]

这一脱糖途径的核心反应为：

糖部分C3氧化 → 3-酮C-糖苷 → 酶促β-消除 → C—C连接裂解

C-糖苷对经典水解途径具有较高稳定性，其微生物脱糖采用的是氧化活化和β-消除，而不是直接水解糖—苷元C—C键。[5,8]

3.4 不同微生物中的两步C-脱糖系统

        2025年报道的土壤微生物 Paenarthrobacter sp. No. 37也具有葛根素脱糖能力。该体系由PurA首先催化葛根素糖部分氧化，再由PurB和PurC形成的PurBC复合物作用于氧化产物并完成C—C连接裂解。[9]

        PurA对多种C-糖苷具有氧化活性，而PurBC的底物范围较窄；研究测试的底物中，PurBC对3″-酮葛根素、3″-酮orientin和3′-酮aloesin具有活性，并对3″-酮葛根素表现出较高活性。[9]

        肠道细菌和土壤细菌采用的具体氧化酶不同，但均具有糖部分先氧化、随后裂解C—C连接的两步反应特征。[5,9]

4 N、S糖苷与酶促裂解

4.1 N-糖苷的裂解受分子结构和反应条件影响

        N-糖苷可发生酸催化裂解，其速率受到含氮苷元的质子化状态、取代基和糖苷构象影响。腺苷在中性条件下的非催化裂解速率很低，而取代嘌呤核苷在酸性条件下可出现百倍量级的速率差异。[3,4]

        嘌呤核苷水解研究支持“碱基先质子化、随后N-糖苷键发生异裂”的酸催化途径；不同取代基和构象通过改变质子化状态及糖基—碱基断键过程影响反应动力学。[4]

        N连接确定了端基碳与含氮苷元之间的基本结构，具体稳定性仍取决于完整核苷结构和反应环境。

4.2 S-糖苷的酶促裂解

        芥子油苷（glucosinolate）属于β-D-硫代葡萄糖苷。黑芥子酶（myrosinase，β-thioglucosidase）能够催化芥子油苷中硫代糖苷连接的裂解。[6]

        Burmeister等解析了白芥（Sinapis alba）黑芥子酶以及共价糖基—酶中间体的晶体结构。Glu409作为催化亲核残基，与糖基形成共价中间体；该酶的活性位点整体结构与相关O-糖苷酶具有较高相似性。[6]

        相关O-糖苷酶中承担一般酸/碱催化作用的谷氨酸残基，在白芥黑芥子酶的对应位置为Gln187。芥子油苷非糖部分具有较好的离去能力，使初始断键对一般酸催化残基的依赖降低；Gln187在糖基—酶中间体水解阶段主要参与水分子的定位。[6]

        S-糖苷的酶促裂解显示，活性位点会根据底物的连接结构和离去基团性质形成相应的催化环境。

4.3 糖苷裂解酶的底物选择性

        糖苷裂解酶的底物选择性可同时受到糖类型、端基构型、连接方式、苷元结构和取代位置影响。催化同一类糖苷的酶，也可具有不同的底物谱和催化效率。[5,9,10]

        Körnig等研究辣根跳甲（Phyllotreta armoraciae）中的黑芥子酶发现，PaMyr1主要承担成虫阶段的黑芥子酶活性，PaMyr2主要承担幼虫阶段的活性；重组PaMyr1和PaMyr2对不同芥子油苷表现出不同底物偏好。[10]

        C-糖苷脱糖体系也表现出明显的底物选择性。2025年的PurA可氧化多种C-糖苷，而PurBC仅对部分氧化后的C-糖苷表现出裂解活性。[9]

酶的底物识别由活性位点与糖、连接结构和非糖部分之间的多重相互作用共同形成，底物结构改变可显著改变催化效率。

5 裂解条件的选择与实验风险

5.1 酸、碱和酶促裂解的反应特点

酸、碱和酶对糖苷的作用具有不同的结构基础和适用条件。[1,5-9]

        较强的酸、碱或较高温度可以提高某些糖苷的裂解速度，同时也会改变其他官能团的稳定性。裂解条件的选择需同时考虑目标苷键的反应性和苷元的稳定性。

5.2 酸水解释放后的苷元可继续转化

        苷键断裂后，释放的苷元仍处于原有反应介质中。酸敏感苷元可继续发生脱水、异构化、重排或其他转化，使最终检测到的产物不同于糖苷中原有的非糖部分。

        Skouroumounis和Sefton在pH 3模型体系中研究多种β-D-葡萄糖苷及相应游离醇，发现游离苷元总体上比相应糖苷更快转化为后续产物；反应温度还会改变最终产物的相对组成。[11]

        某些结构中，提高温度或延长酸处理时间能够促进糖苷裂解，同时增加苷元进一步转化的程度。酸水解实验所得产物需要结合苷元在相同条件下的稳定性进行判断。[11]

5.3 裂解条件的选择依据

糖苷裂解实验涉及三个相互关联的结构问题：

①端基碳通过什么方式与非糖部分连接；

②目标连接在设定的酸、碱或酶促条件下采用什么反应路径；

③释放的糖和苷元在相同条件下是否保持稳定。

        典型O-糖苷可根据具体结构采用酸催化、特定碱促反应或相应糖苷水解酶；N-和S-糖苷的裂解取决于含氮、含硫连接及对应催化环境；葛根素等C-糖苷可由特定微生物氧化—脱糖系统完成C—C连接裂解。[1,3-10]

        糖苷裂解所得的糖和苷元还可为结构研究提供组成信息。糖的种类、连接位置、糖链顺序和立体构型的完整确定仍需结合质谱、核磁共振及其他结构证据。

6 氧、氮、硫、碳糖苷裂解机理与酶学研究代表化学品分类表

表1 糖苷裂解酶、显色底物与显色产物

表2 氧糖苷模型物、天然氧糖苷及糖与苷元

表3 氮糖苷核苷、核碱基与核糖

表4 硫糖苷裂解产物、碳糖苷及对应苷元

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参考文献

[1] Alhifthi A, Williams S J. Unimolecular, bimolecular, and intramolecular hydrolysis mechanisms of 4-nitrophenyl β-D-glucopyranoside. The Journal of Organic Chemistry, 2021, 86: 9530-9539. DOI: 10.1021/acs.joc.1c00836.

[2] Lee J K, Bain A D, Berti P J. Probing the transition states of four glucoside hydrolyses with 13C kinetic isotope effects measured at natural abundance by NMR spectroscopy. Journal of the American Chemical Society, 2004, 126: 3769-3776. DOI: 10.1021/ja0394028.

[3] Stockbridge R B, Schroeder G K, Wolfenden R. The rate of spontaneous cleavage of the glycosidic bond of adenosine. Bioorganic Chemistry, 2010, 38(5): 224-228. DOI: 10.1016/j.bioorg.2010.05.003.

[4] Jordan F, Niv H. Glycosyl conformational and inductive effects on the acid catalysed hydrolysis of purine nucleosides. Nucleic Acids Research, 1977, 4(3): 697-709. DOI: 10.1093/nar/4.3.697.

[5] Mori T, Kumano T, He H, et al. C-Glycoside metabolism in the gut and in nature: identification, characterization, structural analyses and distribution of C-C bond-cleaving enzymes. Nature Communications, 2021, 12: 6294. DOI: 10.1038/s41467-021-26585-1.

[6] Burmeister W P, Cottaz S, Driguez H, Iori R, Palmieri S, Henrissat B. The crystal structures of Sinapis alba myrosinase and a covalent glycosyl-enzyme intermediate provide insights into the substrate recognition and active-site machinery of an S-glycosidase. Structure, 1997, 5(5): 663-675. DOI: 10.1016/S0969-2126(97)00221-9.

[7] Takenoshita S, Hosoya T, Miyafuji H. Reactivity differences in glycosidic bond cleavage between phenyl β-D-glucoside and xyloside under basic conditions: mechanistic insights from kinetic and computational approaches. Cellulose, 2025, 32: 4161-4181. DOI: 10.1007/s10570-025-06506-x.

[8] Bitter J, Pfeiffer M, Borg A J E, et al. Enzymatic β-elimination in natural product O- and C-glycoside deglycosylation. Nature Communications, 2023, 14: 7123. DOI: 10.1038/s41467-023-42750-0.

[9] Kumano T, Watanabe S, Kusakari M, Terashita Y, Hashimoto Y, Kobayashi M. Characterization of the initial degradation mechanism involved in C-glycosylated isoflavone puerarin in soil microorganism. Applied and Environmental Microbiology, 2025, 91(12): e01593-25. DOI: 10.1128/aem.01593-25.

[10] Körnig J, Ortizo K, Sporer T, Yang Z L, Beran F. Different myrosinases activate sequestered glucosinolates in larvae and adults of the horseradish flea beetle. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 2023, 163: 104040. DOI: 10.1016/j.ibmb.2023.104040.

[11] Skouroumounis G K, Sefton M A. Acid-catalyzed hydrolysis of alcohols and their β-D-glucopyranosides. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2000, 48(6): 2033-2039. DOI: 10.1021/jf9904970.

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